WWW.LIB.KNIGI-X.RU
БЕСПЛАТНАЯ  ИНТЕРНЕТ  БИБЛИОТЕКА - Электронные матриалы
 


Pages:     | 1 | 2 || 4 |

«Способность губок классов Demospongiae и Calcarea к развитию из диссоциированных клеток ДИССЕРТАЦИЯ на соискание ученой степени кандидата биологических наук ...»

-- [ Страница 3 ] --

Проведенные нами эксперименты по реагрегации клеток в культурах, которые были получены от особей H. panicea и H. dujardinii, находившихся на различных стадиях репродуктивного цикла, подтвердили влияние стадии репродуктивного цикла на процесс реагрегации. У обоих видов динамика реагрегации клеток во многом зависит именно от стадии репродуктивного цикла. В ходе сравнения динамики реагрегации клеток, полученных от особей на разных этапах репродуктивного цикла, мы оценивали скорость протекания процесса, наиболее прогрессивную стадию развития многоклеточных агрегатов и количество культур клеток, где многоклеточные агрегаты достигали этой стадии развития. Это позволило выявить наиболее и наименее благоприятные для реагрегации клеток периоды репродуктивных циклов H. panicea и H. dujardinii.

Реагрегация клеток H. panicea и H. dujardinii наиболее успешно проходит в культурах, полученных от особей период роста (в период роста, предшествующего половому размножению, у H. panicea и в период пострепродуктивного роста у H. dujardinii). В таких культурах реагрегация идет наиболее быстро, и во всех культурах многоклеточные агрегаты достигают наиболее прогрессивной для каждого из видов стадии развития (примморфы у H. panicea; функционирующие и жизнеспособные губки у H. dujardinii).

Период гаметогенеза является чуть менее благоприятным для реагрегации клеток H. panicea и H. dujardinii. В культурах клеток обоих видов, полученных от особей на данной стадии репродуктивного цикла, реагрегация идет немного медленнее, но в большинстве культур многоклеточные агрегаты достигают наиболее прогрессивной для каждого из видов стадии развития (в небольшом количестве культур многоклеточные агрегаты гибнут на более ранних стадиях развития). Кроме того, трансформация первичных многоклеточных агрегатов H. panicea в примморфы сопровождается гибелью части клеток.

Наименее благоприятными для реагрегации клеток стадиями репродуктивных циклов H. panicea и H. dujardinii являются стадия эмбриогенеза и стадия восстановления соматических тканей после выхода личинок. Реагрегация клеток в культурах, полученных от особей обоих видов, которые находились на этих стадиях, идет заметно хуже по сравнению с ранее рассмотренными стадиями репродуктивного цикла. В культурах клеток H. panicea скорость протекания реагрегации не изменяется по сравнению с культурами клеток, полученными от особей на стадии гаметогенеза, однако завершающей стадией процесса являются или первичные многоклеточны агрегаты, или ранние примморфы. В культурах клеток H. dujardinii, полученных от особей на стадиях эмбриогенеза или восстановления соматических тканей после выхода личинок, реагрегация идет медленнее, чем в культурах клеток, полученных от особей на стадии гаметогенеза. Кроме того, в большинстве культур формирующиеся примморфы не способны преобразовываться в функционирующих и жизнеспособных губок.

Наблюдаемые изменения динамики процесса реагрегации клеток H. panicea и H. dujardinii на разных стадиях репродуктивных циклов этих видов, скорее всего, связаны с перестройками соматических тканей губок, которые сопровождают половое размножение. Так, до наступления репродуктивного периода особи обоих видов имеют все структуры, характерные для дефинитивной губки – водоносная система развита наиболее полно, в мезохиле присутствуют все типы клеток (Иванова, 1978, 1981;

Ereskovsky, 2000). Именно в этот момент в ходе наших экспериментов реагрегация клеток H. panicea проходила наиболее благоприятно.

В период гаметогенеза у H. panicea и H. dujardinii происходят незначительные перестройки тканей, затрагивающие, в основном, мезохил (Иванова, 1978, 1981; Ereskovsky, 2000). В дальнейшем, в ходе эмбриогенеза и после выхода личинок структура соматических тканей обоих видов полностью нарушается (начинаются процессы дезорганизации водоносной системы, изменяется клеточный состав мезохила) (Иванова, 1978, 1981; Ereskovsky, 2000), что приводит к значительному замедлению процесса реагрегации клеток и сокращению морфогенетических потенций многоклеточных агрегатов. После выхода личинок соматические ткани H. panicea и H. dujardinii постепенно восстанавливают свое строение, после чего губки по своей организации не отличаются от особей до начала репродуктивного периода (Иванова, 1978, 1981; Ereskovsky, 2000). В культурах клеток H. dujardinii, полученных от особей на этой стадии репродуктивного цикла, процесс реагрегации в ходе наших экспериментов протекал наиболее успешно.

Значительные перестройки соматических тканей в связи с наступлением полового размножения характерны и для других животных, обитающих в условиях смены сезонов и имеющих строго определенный период размножения. Так, Марфенин показал, что у беломорского колониального гидроидного полипа Dynamena pumila (Linnaeus, 1758) после полового размножения наступает период “депрессии”. Этот период характеризуется замедлением роста колоний и их частичным рассасыванием (Марфенин, 1980). В целом, половое размножение требует много ресурсов и энергии, и часто сопровождается деградацией соматических тканей.

Эксперименты с H. panicea показали, что перестройки соматических тканей на разных стадиях репродуктивного цикла оказывают влияние и на регенерацию этих губок из небольших фрагментов тела. Как и в случае с реагрегацией регенерация проходит наиболее успешно у особей H. panicea на стадии роста (Короткова, Никитин, 1969а, б).

Регенерация фрагментов тела, полученных от особей, находившихся на ранних стадиях оогенеза, проходит практически также, как и у губок на стадии роста. Однако в ходе процесса происходит постепенное выведение развивающихся ооцитов из состава регенерирующих фрагментов. Фрагменты тела, содержащие ооциты на поздних стадиях созревания или эмбрионы и личинки, в большинстве случаев неспособны к полноценному восстановлению исходной организации губки и погибают на 7-14 суток после начала эксперимента. При этом ооциты или эмбрионы и зародыши, входящие в состав регенерирующих фрагментов, подвергаются постепенной дегенерации (Иванова, 1981).

В ходе наших экспериментов по реагрегации клеток H. panicea и H. dujardinii мы не осуществляли детального прослеживания судьбы гамет, эмбрионов и личинок, которые попадали в состав многоклеточных агрегатов. Однако прижизненные наблюдения за агрегатами H. dujardinii, полученными от особей на стадии гаметогенеза и эмбриогенеза, позволяют сделать первичные выводы о судьбе гамет, эмбрионов и личинок в составе многоклеточных агрегатов. Ооциты, вошедшие в состав агрегатов, не выводятся из них и, скорее всего, подвергаются постепенной дегенерации. Протекание нормального оогенеза в составе многоклеточных агрегатов, скорее всего, невозможно, так как развитие ооцитов H. panicea и H. dujardinii включает в себя миграции по мезохилу губки и формирование временной выводковой капсулы на финальных этапах (Ересковский, 2007; Ereskovsky, 2010). Эти процессы невозможны в составе многоклеточных агрегатов, где еще не восстановлены нормальные связи между клетками. Дедифференцировка и трансдифференцировка даже незрелых ооцитов также мало вероятна, так как дифференцировка в гаметы считается одной из немногих необратимых клеточных дифференцировок у губок (Ересковский, 2005; Gaino et al., 1995; Ereskovsky, 2010). Однако в благоприятных условиях (например, при увеличении объема среды культивирования) незрелые ооциты могут развиваться в составе многоклеточных агрегатов и накапливать в своей цитоплазме питательные вещества, но этот процесс вряд ли заканчивается полным созревание ооцита, способного в дальнейшем дать начало новому организму.

Эмбрионы и личинки всегда выводятся из состава агрегатов еще до формирования настоящих примморфов, то есть до формирования стабильной экзопинакодермы, которая, вероятно, мешала бы этому процессу. Интересно, что некоторые личинки после этого сохраняют нормальное строение и даже способны к оседанию на субстрат и, возможно, метаморфозу. Возможно, что сохранение целостности этих личинок связано с тем, что в тканях губки их развитие проходит во временных выводковых камерах (Ересковский, 2007; Ereskovsky, 2010). Эти камеры могут защищать личинок в процессе диссоциации тканей материнской губки.

Способность ооцитов H. dujardinii дозревать в составе многоклеточных агрегатов и способность зрелых личинок этого вида покидать агрегаты, позволяет предположить, что культуры многоклеточных агрегатов можно использовать как своеобразные инкубаторы, в которых будут проходить различные стадии оогенеза и эмбриогенеза.

Такие культуры позволят вести прижизненные наблюдения за развивающимися ооцитами и эмбрионами. Это может значительно облегчить изучение эмбриогенеза у живородящих видов губок, у которых до сих пор этот процесс был исследован только с помощью гистологических и ультраструктурных методов (Ересковский, 2005;

Ereskovsky, 2010).

К сожалению, нам не удалось оценить влияние активного сперматогенеза на протекание реагрегации клеток у H. dujardinii, а также проследить судьбу сперматозоидов в составе многоклеточных агрегатов, так как этот процесс происходит в январе-апреле, когда сбор губок на Белом море сильно осложнен (Ereskovsky, 2000).

Однако, поскольку в ходе гаметогенеза у самцов происходят перестройки соматических тканей (исчезают хаоноцитные камеры и каналы водоносной системы), сопоставимые по масштабам с перестройками тканей у самок на финальных стадиях оогенеза и эмбриогенеза (Ereskovsky, 2000), можно предположить, что период активного сперматогенеза является неблагоприятным для реагрегации клеток периодом репродуктивного цикла H. dujardinii. Сперматозоиды, которые будут входить в состав многоклеточных агрегатов, скорее всего, будут подвергаться дегенерации, так как это терминально дифференцированные клетки, неспособны к дедифференцировкам и трансдифференцировкам (Ересковский, 2005; Gaino et al., 1995; Ereskovsky, 2010).

В случае с культурами клеток H. panicea прижизненные наблюдения не дали практически никаких сведений о судьбе гамет, эмбрионов и личинок, которые входили в состав многоклеточных агрегатов. Можно лишь предположить, что гаметы, эмбрионы и личинки выводились из агрегатов в составе оболочки, которая формировалась вокруг агрегатов на стадии их трансформации в примморфы. У агрегатов, полученных от особей на стадиях гаметогенеза и эмбриогенеза, эта оболочка формировалась чаще и имела большие размеры по сравнению с агрегатами, которые были получены от особей на стадии роста. Кроме того, возможно, что гаметы, эмбрионы и личинки дегенерировали в составе агрегатов, а затем поглощались ядрышковыми амебоцитами, у которых повышалась фагоцитарная активность непосредственно перед формированием примморфов (подробнее см. раздел 4.3.2).

Представляет интерес, что в наших экспериментах восстановление функционирующих и жизнеспособных губок H. panicea не происходило даже в культурах клеток, полученных от особей в период роста (в самый благоприятный для протекания процесса реагрегации период репродуктивного цикла). Период роста между половыми размножениями является наиболее длительным периодом репродуктивного цикла H. panicea. Судя по всему, в беломорской популяции H. panicea этот период охватывает 9 месяцев (с сентября по май) (Gerasimova, Ereskovky, 2007). В течение этого промежутка времени абиотические факторы среды значительно меняются, что также может оказывать влияние на состояние тканей губок и, соответственно, на ход процесса реагрегации их клеток. Так, различия в протекании процесса реагрегации в разные сезоны года показаны для средиземноморской губки P. ficiformis (Valisano et al., 2006b).

Наши эксперименты с особями H. panicea на стадии роста были проведены в марте, то есть в середине гидрологической зимы. Этот период года характеризуется наименьшей температурой (около -2C) и наибольшей соленостью (превышает 27‰) вод Белого моря (Gerasimova, Ereskovky, 2007). Это может оказывать негативное влияние на губок и препятствовать полноценному протеканию процесса реагрегации клеток.

Возможно, многоклеточные агрегаты H. panicea будут способны развиваться в функционирующих и жизнеспособных губок в культурах, полученных от особей на стадии роста в более благоприятные сезоны года. По нашему мнению, наиболее подходящими месяцами для проведения опытов по реагрегации клеток H. panicea в Белом море являются сентябрь и октябрь. С одной стороны, к этому моменту у губок должна восстанавливаться нормальная организация соматических тканей после выхода личинок, который происходит в конце июля. Так, в аквариальных культурах баренцевоморских процесс восстановления занимает 3 недели H. panicea (Иванова, 1978). С другой стороны, гидрологические условия в эти месяцы не достигают своих экстремальных значений, как в зимний период (Gerasimova, Ereskovky, 2007).

Короткова (1972), описавшая восстановление функционирующих и жизнеспособных губок в ходе реагрегации клеток H. panicea из Баренцевого моря, работала с губками на стадии роста в июне и июле, то есть в период относительно благоприятных гидрологических условий. Это еще раз указывает на то, что полноценное протекание реагрегации клеток возможно только при определенном физиологическом состоянии соматических тканей губок, которое определяется не только стадией репродуктивного цикла, но и зависит от окружающих гидрологических условий.

Помимо физиологического состояния губок, из которых получают культуры клеток, на ход процесса реагрегации и на морфогенетические потенции формирующихся многоклеточных агрегатов могут оказывать влияние и условия постановки экспериментов.

К настоящему моменту на примморфах S. domuncula было показано, что культивирование примморфов этого вида на полилизиновых или галектиновых подложках (Wiens et al., 2003; Mller et al., 2004b), экспонирование их сильному течению (20 см/сек) (Perovi et al., 2003), а также добавление в культуральную среду ионов железа и кремния (Le Pennec et al., 2003) стимулируют прогрессивное развитие примморфов. При культивировании примморфов S. domuncula в таких условиях, у них происходит формирование каналов водоносной системы и дермальной мембраны.

В ходе наших экспериментов было выявлено положительное влияние переноса многоклеточных агрегатов в аквариум с естественной морской водой на их дальнейшее развитие у всех исследованных видов. Положительное влияние культивирования многоклеточных агрегатов в аквариуме выражалось в ускорении их развития, а также в проявлении агрегатами больших морфогенетических потенций (по сравнению с агрегатами, полученными от тех же особей, но культивировавшимися в чашках Петри).

Вероятно, больший объем среды обеспечивал клетки в агрегатах большим количеством кислорода и способствовал лучшему удалению продуктов обмена. Кроме того, поскольку аквариум был заполнен естественной морской водой, а не FSW, описанное положительное влияние на развитие агрегатов может быть связано с увеличением количества доступной пищи, в основном в форме взвешенных в воде частиц. Несмотря на отсутствие у многоклеточных агрегатов водоносной системы, они, вероятно, могут захватывать пищевые частицы с помощью экзопинакоцитов или клеток мезохила, находящихся на их поверхности. У интактных губок экзопинакоциты и клетки мезохила учувствует в захвате пищевых частиц, хотя и в гораздо меньшей степени по сравнению с хоаноцитами и эндопинакоцитами (Simpson, 1984). Сходное ускорение развития многоклеточных агрегатов C. prolifera при их культивировании в открытой морской воде отмечал Уилсон (Wilson, 1907).

Тем не менее, развитие многоклеточных агрегатов всех исследованных нами видов в аквариуме никогда не продвигалось дальше, чем развитие агрегатов в чашках Петри в наиболее успешных культурах. Судя по всему, объем среды культивирования не является параметром, оказывающим критическое влияние на протекания процесса реагрегации у исследованных видов губок. Регулярная смена части среды культивирования в чашках Петри оказываются достаточным условием для успешного протекания процесса реагрегации. Более того, использование вместо фильтрованной пресной или морской воды искусственной культуральной среды с оптимально подобранным содержанием минеральных и органических веществ, а также факторов роста может положительно сказаться на жизнеспособности и морфогенетических потенциях многоклеточных агрегатов. Положительное влияние некоторых минеральных и органических веществ как на диссоцированные клетки губок, так и на их многоклеточные агрегаты было показано рядом исследователей (Черногор и др., 2014;

Zhang et al, 2004; Krasko et al., 2002; Le Pennec et al., 2003; Zhao et al., 2005; Pomponi, 2006; de Caralt et al., 2007; Valisano et al., 2007a; Chernogor et al., 2011b) (подробнее см.

раздел 1.2.

7).

Поскольку момент прикрепления к субстрату считается ключевым для дальнейшего развития примморфов у большинства исследованных губок (Galtsoff, 1925b; Волкова, Золотарева, 1981), нами были проведены эксперименты по определению влияния различных субстратов на дальнейшее развитие примморфов. Из всех исследованных субстратов только поли-L-лизин оказывал негативное влияние на развитие примморфов у всех исследованных видов. Механизм этого влияния, вероятно, такой же, как и в случае влияния этого вещества на ранние этапы реагрегации клеток (см. раздел 4.1). Остальные субстраты не способствовали прикреплению примморфов ни у одного из исследованных видов и никак не влияли на их дальнейшее развитие.

Стекло, поли-D-лизин и желатин не являются естественными для клеток губок субстратами, поэтому отсутствие реакции клеток на них не удивительно. Однако примморфы L. complicata, H. aquaeductus и H. panicea не реагировали и не прикреплялись к стеклу, покрытому бактериальной пленкой, которая формировалась в аквариуме с естественной морской водой и должна быть сходна с бактериальной пленкой, формирующейся на субстратах в море. Однако существует вероятность, что бактериальная пленка, формирующаяся в аквариуме, отличается от пленки, формирующейся в море. Судя по всему, состав и природа субстрата является не единственным фактором, который определяет способность примморфов к прикреплению.

4.3. Строение и морфогенетические потенции многоклеточных агрегатов

–  –  –

Строение первичных многоклеточных агрегатов сходно у всех изученных к настоящему моменту видов губок, включая изученных нами L. complicata, H. aquaeductus, H. panicea и H. dujardinii. Во всех случаях первичные многоклеточные агрегаты имеют неправильную форму и состоят из неплотно упакованных клеток (Ефремова, 1969, 1972; Короткова, 1972а; Ефремова, Никитин, 1973; Волкова, Золотарева, 1981; Bagby, 1972; Sipkema et al., 2003; Chernogor et al., 2011a; EerkesMedrano et al., 2015; Ereskovsky et al., 2016). Эти агрегаты должны включать в себя все типы клеток из интактных тканей губки. Однако многие клетки в составе первичных многоклеточных агрегатов теряют характерные для них признаки после диссоциации тканей, и поэтому определение их принадлежности к определенному типу клеток затруднено. Подобные изменения в строение клеток можно рассматривать как дедифференцировку, по крайней мере, частичную. В составе первичных многоклеточных агрегатов изученных нами видов мы смогли идентифицировать хоаноциты, несколько типов клеток со специфическими включениями, ядрышковые амебоциты, а также мелкие клетки. Исследователи, работавшие с первичными многоклеточными агрегатами (Короткова, 1972а), L. complicata S. lingua (Короткова, 1972а), L. baicalensis (Ereskovsky et al., 2016), H. panicea (Короткова, 1972а) и H. dujardinii (Волкова, Золотарева, 1981), получали сходные результаты при идентификации типов клеток.

К сожалению, среди изученных нами видов точный клеточный состав тканей интактной губки известен только для H. dujardinii (Gonobobleva, Maldonado, 2009;

Ereskovsky et al., 2011). На ультраструктурном уровне в составе первичных многоклеточных агрегатов H. dujardinii мы идентифицировали хоаноциты, ядрышковые амебоциты, гранулярные клетки, микрогранулярные клетки и сферульные клетки.

Клеточные типы, которые нам не удалось обнаружить в агрегатах (например, экзо-, эндо- и базопинакоциты), скорее всего, претерпевают дедифференцировку после процесса диссоциации тканей и становятся неотличимыми от ядрышковых амебоцитов.

В ходе дальнейшего развития первичных многоклеточных агрегатов H. dujardinii хоаноциты постепенно теряют характерные для них особенности строения и также становятся неотличимыми от амебоцитов. Обнаруженные в агрегатах клетки с включениями, напротив, не изменяют своего строения вплоть до восстановления исходной организации губки. Сходное поведение описано для сферульных клеток H. dujardinii (Волкова, Золотарева, 1981) и серых клеток C. prolifera (Wilson, Penney, 1930; Bagby, 1972). Неспособность клеток с включениями к дедифференцировкам и трансдифференцировкам, вероятно, связана с тем, что после формирования в их цитоплазме специфических включений дальнейшие изменения строения и функций клеток затруднены, что приводит к сужению их морфогенетических потенций.

Интересно, что в составе первичных многоклеточных агрегатов H. dujardinii нами не был обнаружен еще один тип клеток с включениями, характерный для интактных тканей губки (Ereskovsky et al., 2011) – вакуолярные клетки. Возможно, вакуолярные клетки погибают в ходе диссоциации тканей, не принимают участия в процессе реагрегации клеток или не являются самостоятельным типом клеток, а представляют промежуточную форму дифференцировки какого-то другого типа клеток.

Первичные многоклеточные агрегаты всех исследованных видов характеризуются неплотной упаковкой клеток, между которыми присутствуют значительные свободные пространства. В ходе гистологических и ультраструктурных исследований нам не удалось обнаружить в этих пространствах внеклеточный матрикс

– и на световом, и на электронно-оптическом уровне пространства между клетками выглядят прозрачными. Сходные результаты были получены Иркес-Медрано и коллегами (Eerkes-Medrano et al., 2015) в ходе ультраструктурных исследований первичных многоклеточных агрегатов семи видов пресноводных и морских губок.

Скорее всего, между клетками в первичных многоклеточных агрегатах губок находится нефибриллярный электронно-прозрачный внеклеточный матрикс, который тяжело визуализировать традиционными методами. В ходе дальнейшего развития агрегатов H. dujardinii между клетками появляется фибриллярный внеклеточный матрикс, представленный, скорее всего, коллагеном, который легко обнаруживается как на световом, так и на электронно-микроскопическом уровне (подробнее см. раздел 4.3.3).

Первичные многоклеточные агрегаты L. complicata отличались по строению от первичных агрегатов других изученных нами видов, поскольку несли на своей поверхности полые пузыри. Появление пузырей сходного строения описано у первичных многоклеточных агрегатов S. lingua (Короткова, 1972а), а также в процессе регенерации этого вида из небольших фрагментов тела (Короткова и др., 1965).

Возможно, формирование пузырей на поверхности многоклеточных агрегатов является особенностью протекания реагрегации клеток у представителей класса Calcarea. Однако реагрегация клеток подробно исследована лишь у небольшого числа видов из класса Calcarea, и требуются исследования других представителей этого класса, чтобы определить, связано ли формирование пузырей с систематически положением губки или с условиями содержания культур клеток.

В ходе дальнейшего развития первичные многоклеточные агрегаты трансформируются в ранние примморфы. Однако процессы, происходившие при трансформации агрегатов, а также строение и морфогенетические потенции формирующихся примморфов значительно варьировали среди изученных нами видов губок.

4.3.2. Возможные причины остановки развития примморфов L. complicata, H. aquaeductus и H. panicea Трансформация первичных многоклеточных агрегатов и H. aquaeductus H. panicea в примморфы сопровождается значительными изменениями в клеточном составе агрегатов: многие типы клеток (например, мелкие клетки, среди которых есть дедифференцированные хоаноциты) исчезают в ходе этой трансформации. Скорее всего, часть этих клеток выделяется из агрегатов H. aquaeductus и H. panicea в составе оболочки, которая формируется вокруг них на этапе трансформации, а часть – фагоцитируется ядрышковыми амебоцитами. В пользу этого говорят следующие факты:

1) оболочка, формирующаяся вокруг агрегатов, содержит большое количество мертвых клеток и клеточного дебриса, 2) в ядрышковых амебоцитах возрастает количество фагосом, что указывает на повышение фагоцитарной активности этих клеток. Сходные процессы наблюдали Иркес-Медрано и коллеги (Eerkes-Medrano et al., 2015) непосредственно перед формированием примморфов у H. permollis and S. lacustris.

Кроме того, определенные типы клеток могут исчезать в результате трансдифференцировки в ядрышковые амебоциты, хотя нам не удалось обнаружить переходных стадий такой трансдифференцировки в многоклеточных агрегатах и Помимо изменений в клеточном составе при H. aquaeductus H. panicea.

трансформации первичных многоклеточных агрегатов H. aquaeductus и H. panicea в примморфы, происходит увеличение плотности упаковки оставшихся в их составе клеток.

В отличие от первичных многоклеточных агрегатов H. aquaeductus и H. panicea первичные многоклеточные агрегаты L. complicata трансформируются в примморфы без серьезных изменений в клеточном составе. Однако в ходе их трансформации происходит увеличение плотности упаковки клеток.

Также в ходе формирования примморфов всех трех видов происходит полная (в случае настоящих примморфов H. panicea) или частичная (в случае ранних примморфов H. aquaeductus и L. complicata) эпителизация их поверхности. Этот процесс происходит путем мезенхимально-эпителиальной трансформации (МЭТ) благодаря подвижности и изменениям формы отдельных клеток на поверхности агрегатов. Эти клетки постепенно уплощаются и становятся экзопинакоцитами. Позже соседние экзопинакоциты вступают в контакт друг с другом и формируют экзопинакодерму. У примморфов H. panicea и H. aquaeductus экзопинакоциты, судя по всему, возникают из ядрышковых амебоцитов. В случае ранних примморфов L. complicata в процессе эпителизации, помимо амебоцитов, принимают участие хоаноциты, которые в ходе трансдифференцировки в экзопинакоциты, помимо изменения своей формы, теряют жгутик и воротничок микроворсинок.

Формирующиеся в результате трансформации первичных многоклеточных агрегатов ранние примморфы L. complicata и H. aquaeductus и настоящие примморфы H. panicea не способны восстанавливать исходную организацию губки и не проявляют никаких признаков прогрессивного развития. В случае примморфов H. panicea и H. aquaeductus несколько причин могут препятствовать их дальнейшему развитию.

Одна из этих причин – исчезновение большинства типов клеток во время трансформации первичных многоклеточных агрегатов в примморфы. Гистологические и ультраструктурные исследования показали, что настоящие примморфы H. panicea состоят только из ядрышковых амебоцитов, а ранние примморфы H. aquaeductus – из ядрышковых амебоцитов и небольшого числа гранулярных клеток. Можно предположить, что наличие в примморфах только упомянутых типов клеток недостаточно для протекания морфогенезов, необходимых для восстановления исходной организации губки. Так, неспособность различных типов клеток со специфическими включениями к трансдифференцировкам в ходе процесса реагрегации показана на ряде видов губок (Волкова, Золотарева, 1981; Wilson, Penney, 1930; Bagby, 1972), включая наши данные по восстановлению исходной организации у H. dujardinii (подробнее см. раздел 4.3.3). Однако для ядрышковых амебоцитов, напротив, характерны широкие способности к трансдифференцировкам. Было показано, что этот тип клеток в ходе развития многоклеточных агрегатов способен трансдифференцироваться в 1) экзо- и эндопинакоциты (Ефремова, 1969, 1972; Волкова, Золотарева, 1981; Bagby, 1972), 2) хоаноциты (Ефремова, 1969, 1972; Волкова, Золотарева, 1981), 3) колленциты и безъядрышковые амебоциты (Ефремова, 1969, 1972).

Более того, многоклеточные агрегаты E. fluviatilis, состоящие только из ядрышковых амебоцитов, способны к прогрессивному развитию, которое заканчивается восстановлением исходной организации животного (Никитин, 1973б; Buscema et al., 1980). Таким образом, ядрышковые амебоциты губок из класса Demospongiae, скорее всего, способны трансдифференцироваться во все остальные типы клеток, и поэтому клеточный состав примморфов H. panicea и H. aquaeductus не является причиной остановки их развития.

На ряде видов губок было показано, что при размере агрегатов меньше, чем 100-200 мкм, их развитие останавливается, и восстановления исходной организации животного не происходит (Короткова, 1972а; Mller, 1911; Galtsoff, 1925b; Brien, 1937;

Bagby, 1972). Существует предположение, что трансдифференцировка клеток и прогрессивное развитие многоклеточных агрегатов возможно только в том случае, когда внутри агрегатов формируется определенный физиологический градиент, направленный от периферии к центру агрегата. Этот градиент выражается в различии микросред в периферических и центральных частях агрегатов, что позволяет клеткам определить свое положение в агрегате и направляет их (транс)дифференцировку. В маленьких многоклеточных агрегатах, размер которых меньше определенного критического значения (100-200 мкм), такой градиент недостаточно выражен или вообще не формируется, поэтому они не способны к прогрессивному развитию (Никитин, 1973б; Волкова, Золотарева, 1981). Однако это не может быть причиной остановки развития примморфов L. complicata, H. aquaeductus и H. panicea, так как все они имели достаточно крупные размеры. Кроме того, формирование трех концентрических зон клеток в примморфах H. aquaeductus и H. panicea явно указывает на существование градиента условий внутри таких агрегатов.

Эмбриональное развитие, регенерация и поддержание нормальной структуры тканей у всех многоклеточных животных осуществляются благодаря контролируемым и координированным клеточным движениями. Координированные клеточные движения лежат в основе многих аспектов жизнедеятельности губок: ростовые процессы, формирование структур для бесполого размножения, постоянно идущая перестройка водоносной системы, движение организма по субстрату (Harris, 1987; Bond, Harris, 1988;

Bond, 1992; Gorin, Kosevich, 2009; Ereskovsky, 2010; Borisenko et al., 2015;

Ereskovsky et al., 2015). В ходе реагрегации клеток некоторых видов губок (H. dujardinii,

S. lingua, S. raphanus) происходит формирование многоклеточных агрегатов двух типов:

с плотной и неплотной упаковкой клеток. В то время, как примморфы с неплотной упаковкой клеток прогрессивно развиваются и восстанавливают исходную организацию животного, примморфы с плотной упаковкой клеток в большинстве случаев оказываются неспособны к прогрессивному развитию (Короткова, 1972а; Волкова, Золотарева, 1981; Huxley, 1912, 1921).

Морфология и ультраструктура клеток в концентрических зонах примморфов H. aquaeductus и H. panicea указывают на различные условия в этих зонах. Тонкая периферическая зона предоставляет оптимальные условия для клеточных движений. В промежуточной зоне клеточные движения явно невозможны или, по крайней мере, сильно ограничены из-за плотной упаковки клеток. В центральной зоне присутствуют в основном округлые и, скорее всего, гибнущие вследствие недостатка кислорода клетки.

Таким образом, возможной причиной остановки развития примморфов H. aquaeductus и H. panicea является сильно ограниченная подвижность клеток в наиболее обширной промежуточной зоне, сопряженная с гибелью клеток в центральной зоне. Также стоит отметить, что формирование экзопинакоцитов (единственный морфогенез, имеющий место в примморфах H. aquaeductus и H. panicea), происходит именно в периферической зоне, в которой возможны клеточные движения и изменения формы клеток.

Иркес-Медрано и коллеги (Eerkes-Medrano et al., 2015) указывают, что примморфы H. permollis и S. lacustris имеют строение, сходное со строением примморфов H. aquaeductus и H. panicea: у них присутствует рыхлая центральная часть, окруженная зоной плотно упакованных клеток. В тоже время, по данным этих исследователей, примморфы H. permollis и S. lacustris способны к прогрессивному развитию, которое заканчивается восстановлением функционирующей и жизнеспособной губки. Однако восстановление исходной организации губки происходило не во всех культурах этих видов, но авторы не указывают из каких именно культур (прогрессивно развивающихся или остановившихся в развитии) были взяты примморфы для гистологических и ультраструктурных исследований. Возможно, примморфы H. permollis и S. lacustris, которые были способны к прогрессивному развитию, имели иное строение, при котором большинство клеток агрегата не было лишено способность к активному перемещению и изменению формы.

В примморфах не происходит формирования четких L. complicata концентрических зон, но в них также можно выделить две области с сильно различающимися условиями. Первая область – это внутренняя часть примморфа, где сосредоточена большая часть клеток. Во внутренней части примморфов L. complicata клетки упакованы очень плотно и, вероятно, не способны к движению. Это область является аналогом промежуточной зоны клеток в примморфах H. aquaeductus и H. panicea. Вторая область в примморфах L. complicata – это тонкий поверхностный слой клеток, где клетки способны к движению и изменению своей формы. Как и в случае с примморфами H. aquaeductus и H. panicea, наиболее явные признаки прогрессивного развития примморфов L. complicata наблюдаются именно в поверхностном слое клеток, где формируются центры эпителизации.

В примморфах L. complicata отсутствует аналог центральной зоны примморфов H. aquaeductus и H. panicea, но во внутренней части могут образовываться некоторое количество небольших очагов дегенерации клеток. Часть таких очагов расположена довольно близко к поверхности примморфов, и поэтому вряд ли гибель клеток в них связана с недостатком кислорода. В данном случае дегенерация клеток может быть признаком прогрессивного развития примморфов. На месте дегенерирующих клеток впоследствии могут формироваться элементы будущей водоносной системы (каналы и хоаноцитные камеры). Подобный механизм восстановления водоносной системы описан для примморфов L. complicata, S. raphanus и S. lingua. Тем не менее, данный механизм, судя по всему, не является основным, и большинство зачатков хоаноцитных камер и каналов в прогрессивно развивающихся примморфах упомянутых видов формируется благодаря активному движению клеток (Короткова, 1972а; Huxley, 1912, 1921). Исходя из этого, мы считаем, что причиной остановки развития примморфов L. complicata в наших экспериментах была неспособность к активному движению большинства клеток в их составе.

4.3.3. Восстановление функционирующих и жизнеспособных губок в ходе прогрессивного развития примморфов H. dujardinii В отличие от примморфов других исследованных нами видов примморфы H. dujardinii были способны к прогрессивному развитию, которое заканчивалось восстановлением функционирующей и жизнеспособной губки. В состав примморфов H. dujardinii входили все типы клеток из первичных многоклеточных агрегатов, и эти клетки не были плотно упакованы, что позволяло им активно двигаться и изменять форму.

Центральными процессами в восстановлении губки из многоклеточных агрегатов H. dujardinii являются эпителизация и построение новой водоносной системы, включающее в себя формирование каналов и хоаноцитных камер. Начальные этапы формирования всех упомянутых структур связаны с повышением псевдоподиальной активности клеток, поэтому мы считаем, что эти структуры формируются благодаря активной локомоции клеток и изменению их формы.

В ходе формирования экзопинакодермы примморфов H. dujardinii основную роль играют изменения формы отдельных клеток, находящихся на поверхности агрегатов, которые приводят к постепенному уплощению клеток и, в конце концов, к образованию непрерывного эпителия. Когда в формировании экзопинакодермы принимают участие хоаноциты, они не только уплощаются, но и теряют жгутик и воротничок микроворсинок. Описанный морфогенез является ярким примером мезенхимальноэпителиальной трансформации (МЭТ). Сходным образом происходит восстановление экзопинакодермы у H. dujardinii в ходе регенерации эктосомы (Borisenko et al., 2015).

Также формирование непрерывной экзопинакодермы путем уплощения отдельных поверхностных клеток описано для многоклеточных агрегатов пресноводных губок E. fluviatilis и L. baicalensis (Ефремова, 1969, 1972; Ereskovsky et al., 2016).

В процессе формирования новых каналов водоносной системы и хоаноцитных камер, кроме изменения формы клеток, важную роль играют активные клеточные передвижения. Так, при формировании каналов некоторые клетки начинают расходится, оставляя свободное пространство между собой, которое пока не имеет эндопинакоцитной выстилки. Это пространство является полостью будущего канала водоносной системы. Эндопинакоцитная выстилка формируется позже, скорее всего, за счет уплощения клеток, которые ограничивали полость канала.

Формирование хоаноцитных камер происходит благодаря движению клеток друг к другу. В результате формируются плотные сферические группы клеток, являющиеся зачатками будущих камер, которые на гистологических срезах выглядят как розетки клеток.

Такие же зачатки хоаноцитных камер формируются в ходе восстановления водоносной системы у примморфов и H. permollis, S. lacustris L baiсolensis (Eerkes-Medrano et al., 2015; Ereskovsky et al., 2016). Дальнейшее развитие зачатков хоаноцитных камер включает в себя увеличение просвета камеры, дифференцировку клеток в хоаноциты и соединение сформировавшейся камеры с другими хоаноцитными камерами и/или каналами.

Таким образом, восстановление эндопинакоцитной выстилки каналов водоносной системы и хоаноцитного эпителия камер в развивающихся примморфах H. dujardinii также происходит благодаря МЭТ. Сходные морфогенезы при формировании водоносной системы имеют место в ходе метаморфоза личинок H. dujardinii (Gonobobleva, Ereskovsky, 2004; Ereskovsky et al., 2007), а также в ходе регенеративных процессов у взрослых особей этого вида (Borisenko et al., 2015).

Формирование частей водоносной системы в развивающихся примморфах благодаря активной клеточной локомоции и МЭТ также описано для C. prolifera, H. panicea, H. permollis, S. lacustris и L. baiсolensis (Короткова, 1972а; Galtsoff, 1925b;

Eerkes-Medrano et al., 2015; Ereskovsky et al., 2016). Однако известны и другие механизмы восстановления водоносной системы. Волкова и Золотарева (1981) указывают, что в ходе прогрессивного развития примморфов H. dujardinii с неплотной упаковкой клеток части водоносной системы формируются благодаря клеточной локомоции. Однако в примморфах этого вида с плотной упаковкой клеток каналы водоносной системы формируются на месте групп дегенерирующих клеток.

Дегенерация клеток является основным механизмом формирования частей водоносной системы в примморфах всех изученных на данный момент известковых губок (L. complicata, S. lingua и S. raphanus) (Короткова, 1972а; Huxley, 1912, 1921). В примморфах пресноводных губок (E. fluviatilis и S. lacustris) хоаноциты, образующие камеры, возникают в результате последовательных клеточных делений ядрышковых амебоцитов, а каналы – благодаря активным клеточным движениям (Ефремова, 1969, 1972).

Одновременно с формированием элементов будущей водоносной системы в развивающихся примморфах H. dujardinii происходят прогрессивные изменений в мезохиле. Поскольку большая часть клеток примморфов принимает участие в формировании хоаноцитных камер и выстилки каналов, в мезохиле остается лишь небольшое количество свободных клеток. При этом размеры межклеточных пространств, заполненных внеклеточным матриксом, увеличиваются. Основными типами клеток в мезохиле становятся гранулярные, микрогранулярные и сферульные клетки. На самых поздних этапах развития также появляются и вакуолярные клетки, которые никогда не наблюдались ни в суспензии клеток, ни в составе первичных многоклеточных агрегатов. Одновременно происходит визуальное уменьшение количества ядрышковых амебоцитов. Все это может указывать на активные трансдифференцировки ядрышковых амебоцитов в эндопинакоциты, хоаноциты и клетки с включениями.

Cостав внеклеточного матрикса также подвергается изменениям. Если в первичных многоклеточных агрегатах внеклеточный матрикс был нефибриллярным (подробнее см. раздел 4.3.1), то в развивающихся примморфах появляется большое количество фибриллярного внеклеточного матрикса, который формирует сгущение под экзопинакодермой. Вероятно, это фибриллы коллагена, синтезированного лофоцитами.

Учитывая количество фибрилл коллагена и короткий период их формирования (между 5 и 7 спд) в мезохиле должно присутствовать большое количество лофоцитов, однако нами были обнаружены лишь единичные клетки этого типа. Возможно, обнаруженное нами небольшое количество лофоцитов производило весь необходимый коллаген за счет очень высокого уровня синтеза белка.

Развитие примморфов заканчивается формированием H. dujardinii функционирующих и жизнеспособных губок. По своей организации восстановившиеся губки близки к рагону – молодой губки, которая формируется в результате метаморфоза личинки H. dujardinii (Gonobobleva, Ereskovsky, 2004; Ereskovsky et al., 2007). У губок, восстановившихся в процессе реагрегации клеток H.

dujardinii, присутствуют все основные черты организации, которые присущи интактным губкам этого вида (Ereskovsky et al., 2011):

1) Эктосома восстановившихся губок имеет интактное строение и состоит из экзопинакодермы, сформированной Т-образными экзопинакоцитами, и мощного слоя внеклеточного матрикса под ней.

2) Водоносная система восстановившихся губок включает в себя все необходимы элементы (остии, каналы, хоаноцитные камеры и оскулюмы), но устроена проще, чем у интактных губок, и включает в себя меньшее количество модулей.

2) В мезохиле восстановившихся губок присутствуют все типы клеток, характерные для интактных губок.

Восстановившиеся губки способны долгое время сохранять жизнеспособность. В наших экспериментах максимальная продолжительность жизни восстановившихся H. dujardinii составила более 70 суток, но точная продолжительность жизни не определялась в связи с окончанием экспериментов. Скорее всего, после помещения восстановившихся губок в подходящие условия они будут способны к росту и половому размножению. Но даже в условиях эксперимента восстановившиеся H.

dujardinii проявляли некоторые типы физиологической активности, присущие интактным губкам:

1) фильтрация воды, 2) медленные ритмичные сокращения тела, 3) медленное перемещение по субстрату. Приведенные факты ясно указывают, что в ходе реагрегации клеток H. dujardinii происходит полное восстановление исходной организации губки.

Восстановление функционирующих и жизнеспособных губок из развивающихся примморфов H. dujardinii явно происходит с участием клеточных дедифференцировок и трансдифференцировок. Однако в настоящий момент сложно указать точные источники возникновения различных типов клеток восстанавливающихся губок. Это связано с тем, что к началу восстановительных морфогенезов большинство типов клеток дедифференцируются, теряют характерные для них черты строения, и становятся неотличимы от ядрышковых амебоцитов, образуя с ними единый пул клеток. Позже недостающие типы клеток такие, как экзо- и эндопинакоциты, лофоциты и хоаноциты, дифференцируются из пула ядрышковых амебоцитов. Благодаря ультраструктурным исследованиям в случае с экзопинакоцитами удалось показать, что часть этих клеток возникает напрямую из хоаноцитов диссоциированной губки.

В отличие от остальных клеток H. dujardinii гранулярные, микрогранулярные и сферульные клетки не подвергаются дедифференцировке в ходе процесса реагрегации и становятся частью мезохила восстановившихся губок. Указанные клетки с включениями никогда не дают начало другим типам клеток. Однако возможно, что в случае нехватки этих типов клеток они могут возникать из пула амебоцитов.

Еще один тип клеток с включениями, вакуолярные клетки, дегенерирует в процессе диссоциации тканей губки. Дифференцировка вакуолярных клеток происходит только на финальных стадиях развития примморфов. Источником этих клеток, скорее всего, является пул ядрышковых амебоцитов.

Посредством гистологических и ультраструктурных исследований развивающихся примморфов ряда видов губок удалось проследить происхождение некоторых типов клеток в ходе восстановления исходной организации губки. Так, было показано, что экзо- и эндопинакоциты в развивающихся примморфах как представителей класса Demospongiae, так и представителей класса Calcarea, могут возникать из ядрышковых амебоцитов и хоаноцитов. В случае H. dujardinii удалось показать, что эндопинакоциты материнской губки в составе примморфов не способны к трансдифференцировкам и всегда становятся частью выстилки каналов водоносной системы восстановившихся губок (Ефремова, 1969, 1972; Короткова, 1972а; Волкова, Золотарева, 1981; Bagby, 1972; Ereskovsky et al., 2016). В развивающихся примморфах представителей класса Demospongiae хоаноциты возникают из хоаноцитов и ядрышковых амебоцитов материнской губки, а в развивающихся примморфах представителей класса Calcarea – только из хоаноцитов материнской губки (Ефремова, 1969, 1972; Короткова, 1972а; Волкова, Золотарева, 1981). Лофоциты и склероциты в примморфах представителей класса Demospongiae возникают из ядрышковых амебоцитов (Ефремова, 1968, 1969, 1972; Bagby, 1972).

–  –  –

Имеющиеся на сегодняшний день данные о реагрегации клеток губок указывают на существенные вариации в протекании этого процесса у разных видов. Варьируют как скорость реагрегации, так и финальная стадия процесса. Клетки далеко не всех изученных на данный момент видов губок способны восстанавливать функционирующих и жизнеспособных особей в ходе процесса реагрегации. У многих видов реагрегация клеток останавливается на стадии примморфов, но клетки некоторых видов не способны сформировать даже примморфы и в этом случае реагрегация останавливается на стадии первичных многоклеточных агрегатов (Custudio et al., 1998;

Mller et al., 1999; Zhang et al., 2003a; Valisano et al., 2006a; Eerkes-Medrano et al., 2015).

Наши исследования также выявили наличие существенной межвидовой вариабельности в протекании процесса реагрегации у изученных нами видов. Так, реагрегация клеток L. complicata и H. aquaeductus доходит до стадии ранних примморфов, реагрегация клеток H. panicea – до стадии настоящих примморфов, а клетки H. dujardinii реагрегируют гораздо быстрее клеток других изученных видов и в ходе реагрегации способны восстанавливать функционирующих и жизнеспособных губок.

Тем не менее, в протекании процесса реагрегации клеток абсолютно всех видов губок присутствуют общие черты и закономерности. Это позволило нам составить общую схему реагрегации клеток, которая отражает основные этапы протекания процесса и существенно дополняет ранее предложенную схему. Эта схема позволяет детально описать характер реагрегации клеток любого изученного на данный момент вида губок, а также включает в себя несколько типов реагрегации, которые пока не описаны экспериментально. Применение данной схемы позволит провести классификацию изученных видов губок на основании особенностей протекания реагрегации их клеток и, возможно, выявить связи между характером протекания реагрегации клеток и особенностями биологии или строения того или иного вида губок.

Характер протекания реагрегации клеток конкретного вида может меняться в зависимости от ряда факторов, как внутренних, так и внешних. Хорошо известно, что анатомическая структура и физиологическое состояния тканей у губок значительно варьирует в ходе жизненного и репродуктивного циклов животного, а также в разные сезоны года (Иванова, 1978, 1981; Korotkova, 1979; Ereskovsky, 2000). Это означает, что протекание реагрегации клеток у конкретного вида может меняться на разных стадиях его жизненного цикла и в разные сезоны года. В ходе наших исследований нам удалось показать четкую зависимость между динамикой реагрегации клеток H. panicea и H. dujardinii и стадией репродуктивного цикла этих видов. У обоих видов реагрегация клеток проходит наиболее успешно в культурах, полученных от особей на стадии роста.

В этом случае в культурах клеток обоих видов процесс реагрегации идет наиболее быстро, и многоклеточные агрегаты достигают наиболее прогрессивных стадий развития (настоящие примморфы – в культурах H. panicea и функционирующие и жизнеспособные особи – в культурах H. dujardinii). Процессы гаметогенеза, эмбриогенеза и выхода личинок из тела губки меняют физиологическое состояние соматических тканей, что отражается и в динамики процесса реагрегации клеток. В культурах обоих видов, полученных от особей на упомянутых выше стадиях репродуктивного цикла, реагрегация идет медленнее, и происходит ранняя остановка развития многоклеточных агрегатов.

Представляет интерес, что в ходе наших экспериментов мы не наблюдали восстановления исходной организации губки в ходе реагрегации клеток H. panicea, даже в культурах, которые были получены от особей этого вида на стадии роста. Возможной причиной этого является влияние факторов окружающей среды на состояние особей H. panicea, которые были использованы в экспериментах. Эксперименты с особями на стадии роста были проведены в середине гидрологической зимы, когда температура и соленость воды в Белом море достигают своих экстремальных значений. Это могло повлиять на состояние губок и препятствовать полноценному протекания процесса реагрегации их клеток. По нашему мнению, наиболее подходящими месяцами для проведения опытов по реагрегации клеток, полученных от особей H. panicea на стадии роста, являются сентябрь и октябрь. К этому времени соматические ткани губок восстанавливаются после полового размножения и выхода личинок, но гидрологические условия не достигают своих экстремальных значений.

Еще одной группой внешних факторов, которые, судя по всему, оказывают значительное влияние на протекания процесса реагрегации клеток, являются условия постановки эксперимента: метод диссоциации тканей губок и условия дальнейшего культивирования суспензий клеток и многоклеточных агрегатов. Нам удалось показать, что перенос культур в аквариум с естественной морской водой оказывает положительное влияние на протекание реагрегации клеток у всех исследованных видов.

При переносе многоклеточных агрегатов в аквариум происходит ускорение их развития, и они достигают более прогрессивных стадий развития. В тоже время метод диссоциации тканей и субстрат для прикрепления не оказывали заметного влияние на процесс реагрегации клеток исследованных видов.

Приведенные факты указывают, что широко распространенная внутривидовая вариабельности процесса реагрегации клеток губок является результатом влияния на этот процесс множества факторов. Это объясняет, почему ряд исследователей получал такие разные результаты экспериментов по реагрегации клеток, работая с одним и тем же видов губок. Примером может служить описание реагрегации клеток H. panicea: в ходе наших экспериментов в культурах этого вида формировались настоящие примморфы; Короткова (1972а) описывает восстановление функционирующих и жизнеспособных губок в ходе реагрегации клеток этого вида; в экспериментах ИркесМедрано и коллег (Eerkes-Medrano et al., 2015) клетки этого вида были способны формировать только первичные многоклеточные агрегаты.

Таким образом, чтобы выявить полный морфогенетический потенциал клеток и многоклеточных агрегатов конкретного вида, следует изучать процесс реагрегации его клеток на разных стадиях жизненного и репродуктивного циклов, а также в разные сезоны года. Более того, для каждого изучаемого вида губок следует определить и поддерживать оптимальные условия проведения эксперимента, так как даже незначительные их вариации могут приводить к значительным различиям в протекании процесса реагрегации (как, например, в случае с регенерацией H. panicea из небольших фрагментов тела (Короткова, Никитин, 1969а, б). Только такой подход может гарантировать получение непротиворечивых данных о реагрегации клеток губок и составление единой схемы протекания этого процесса.

Детальные исследования анатомии и ультраструктуры развивающихся агрегатов позволяют проследить морфогенетические процессы, происходящие при развитии многоклеточных агрегатов. Основную роль в процессе прогрессивного развития многоклеточных агрегатов всех изученных видов играет изменение формы клеток и их активная локомоция. Если подвижность клеток сильно ограничена, например, вследствие очень плотной упаковки клеток, то развитие многоклеточных агрегатов останавливается, как у примморфов L. complicata, H. aquaeductus и H. panicea. Еще одним важным для развития агрегатов морфогенезом является мезенхимальноэпителиальная трансформация. За счет этого процесса происходит восстановление экзопинакодермы при трансформации первичных многоклеточных агрегатов всех изученных видов в примморфы, а также восстановление эндопинакодермы и хоанодермы при прогрессивном развитии примморфов в H. dujardinii функционирующих и жизнеспособных губок.

Выяснение морфогенетических потенций клеточных типов губок является важной задаче, которая поможет лучше понять механизмы функционирования тканей этих древних животных. Реагрегация клеток представляет собой перспективную модель для таких исследований. В ходе процесса реагрегации клетки попадают в экстремальные условия и могут полностью проявить свои потенции к дедифференцировкам и трансдифференцировкам. Кроме того, этот подход позволяет поставить эксперимент в полностью контролируемых лабораторных условиях. Благодаря гистологическим и ультраструктурным исследованиям нам удалось выявить дедифференцировки и трансдифференцировки клеток в ходе развития многоклеточных агрегатов изученных видов. Дедифференцировка клеток происходит на начальных этапах реагрегации, через некоторое время после диссоциации тканей губки. Трансдифференцировки начинаются позже, в ходе процессов формирования экзопинакодермы у примморфов, а также при восстановлении элементов водоносной системы и клеток мезохила при прогрессивном развитии примморфов H. dujardinii. У всех изученных видов трансдифференцировкам подвергаются хоаноциты и ядрышковые амебоциты. У всех изученных видов трансдифференцировкам подвергаются хоаноциты и ядрышковые амебоциты.

К сожалению, дедифференцировка большинства клеток в начале реагрегации делает процесс визуального отслеживания судьбы клеток, основанный на их морфологии и ультраструктуре, крайне трудным. Для точного прослеживания судьбы клеток в ходе их реагрегации и последующего развития многоклеточных агрегатов наиболее перспективным является метод мечения каждого типа клеток, который требует детальной разработки. Еще одним многообещающим направлением является проведения экспериментов по реагрегации чистых фракций клеточных типов. Подобные эксперименты уже проводились с клетками ряда видов губок (Короткова, Соколова, 1973; Никитин, 1973б; Buscema et al., 1980; Zhang et al., 2003b), но их результатов пока недостаточно, чтобы сделать окончательные выводы о морфогенетических потенциях разных типов клеток губок. В будущем изучение морфогенетических потенций клеточных типов должны быть проведены на большом количестве видов губок с разным таксономическим положением и на разных этапах их жизненных и репродуктивных циклов. Эти данные помогут лучше понять механизмы функционирования тканей у губок, и каким образом эти животные смогли найти баланс между высокой пластичностью клеток и тканей и интеграцией этих структур в единый организм.

Выводы

1) Реагрегация клеток у всех исследованных на данный момент видов губок из классов Demospongiae и Calcarea проходит сходным образом. Вместе с тем, существует межвидовая вариабельность в протекании реагрегации, которая выражается в различной скорости протекания процесса, в особенностях трансформации первичных многоклеточных агрегатов в примморфы, а также в завершающей стадии процесса.

Стадия, на которой завершается процесса реагрегации клеток конкретного вида губок, определяется преимущественно особенностями строения и экологии вида. Связь между принадлежностью губки к таксономической группе высокого ранга (отряд и выше) и завершающей стадией реагрегации не выявлена.

2) Выявлена зависимость между динамикой реагрегации клеток и физиологическим состоянием тканей у губок H. panicea и H. dujardinii. У обоих видов реагрегация клеток проходит наиболее успешно в культурах, полученных от особей на стадии роста, наименее успешно – в культурах, полученных от особей на стадии эмбриогенеза и на стадии восстановления соматических тканей после выхода личинок.

3) Изолированные клетки изученных видов губок не обладают способностью к амебоидному движению. Поэтому начальные этапы агрегация клеток обеспечиваются формированием псевдоподий, которые осуществляют поисковые движения и в случае контакта с другими клетками сокращаются, что приводит к объединению клеток в агрегат.

4) Прогрессивное развитие многоклеточных агрегатов изученных видов губок происходит благодаря перемещению клеток внутри агрегатов. Плотная упаковка клеток в составе агрегатов ограничивает возможность клеток к перемещению, вызывая остановку развития агрегатов.

5) Развитие экзопинакодермы у примморфов изученных видов губок, а также эндопинакодермы и хоанодермы при прогрессивном развитии примморфов H. dujardinii происходит благодаря мезенхимально-эпителиальной трансформации.

6) Процесс реагрегации у изученных видов губок сопровождается дедифференцировкой и трансдифференцировкой клеток. Дедифференцировка клеток происходит после диссоциации тканей на начальных этапах реагрегации. Трансдифференцировки начинаются позже, с процессов формирования экзопинакодермы у примморфов.

Наиболее ярко процессы трансдифференцировки клеток у изученных видов губок проявляются в ходе восстановлении элементов водоносной системы и клеток мезохила при прогрессивном развитии примморфов H. dujardinii.

7) У изученных видов губок клетки различаются своими морфогенетическими потенциями. Хоаноциты и ядрышковые амебоциты способны к трансдифференцировкам. Клетки со специфическими включениями, напротив, не подвергаются дедифференцировкам и трансдифференцировкам в течении всего процесса реагрегации.

–  –  –

FSW – стерильная морская вода;

CMFSW-E – безкальциевая и безмагниевая искусственная морская водас добавлением ЭДТА;

PB – фосфатный буфер;

аГ – аппарат Гольджи;

ам – амебоцит;

ап – атриальная полость;

аф – аксиальный филамент спикулы;

б – бактерия;

в – везикула;

вв – вакуоль с волокнистым содержимым;

вк – специфические включения;

гк – гранулярная клетка;

гл – гранулы гликоген;

дц – дополнительная центриоль;

ж – жгутик;

зхк – зачаток хоаноцитной камеры;

к – коллаген;

кл – клетка;

кн – канал водоносной системы;

кд – клеточный дебрис;

кр – корешок кинетосомы;

кс – кинетосома жгутика;

м – митохондрия;

мв – микроворсинки;

мгк – микрогранулярная клетка;

мпд – минуты после диссоциации тканей;

мт – микротрубочки;

мтх – митохондрия;

мх – мезохил;

МЭТ – мезенхимально-эпителиальная трансформация;

п – полость;

пк – вакуоли с предшественником коллагена;

пп – псевдоподия;

прк – приводящий канал водоносной системы;

пс – вакуоли с предшественником спонгин;

псб – полость с бактериями;

псв – периспикулярная вакуоль;

пхк – полость хоаноцитной камеры;

о – остии;

ос – оскулюм;

отк – отводящий канал водоносной системы;

с – спонгин;

ск – сферульная клетка;

сп – спикула;

спд – сутки после диссоциации тканей;

спц – спонгоцит;

СЭМ – сканирующая электронная микроскопия;

тэкп – тело экзопинакоцита;

ТЭМ – трансмиссионная электронная микроскопия;

ф – фагосома;

х – хоаноцит;

хк – хоаноцитная камера;

чпд – часы после диссоциации тканей;

шЭПР – шероховатый эндоплазматический ретикулюм;

экп – экзопинакоцит;

энп – эндопинакоцит;

экд – экзопинакодерма;

ЭТП – эпителиально-мезенхимальный переход;

я – ядро.

–  –  –

Волкова М.А., Золотарева Г.А. Развитие Halisarca dujardini Jonhston из 1.

конгломератов соматических клеток // Морфогенезы у губок / Отв. ред. Г.П. Короткова.

– Л.: Изд-во ЛГУ, 1981. – С. 74-93.

Ересковский А.В. Определение наиболее характерных мелководных губок 2.

Кандалакшского залива Белого моря: Методические указания. – Л.: Изд-во ЛГУ, 1987. – 40 с.

Ересковский А.В. Некоторые закономерности обитания и распределения губок на 3.

литорали восточного Мурмана // Зоологический журнал. – 1994. – T. 73. – № 4. – C. 5Ересковский А.В. Сравнительная эмбриология губок (Porifera). – СПб.: Изд-во С.Петер. ун-та, 2005. – 304 с.

Ефремова С.М. Характер пролиферативной активности разных типов клеток 5.

губки Ephydatia fluviatilis в ходе развития после диссоциации // Архив АГЭ. – 1968. – Т.

54. – № 3. – С. 96-100.

Ефремова С.М. Морфологический анализ развития губки Ephydatia fluviatilis из 6.

диссоциированных клеток // Вестник ЛГУ. – 1969. – № 9. – С. 39-53.

Ефремова С.М. Морфофизиологический анализ развития пресноводных губок 7.

Ephydatia fluviatilis и Spongilla lacustris из диссоциированных клеток // Бесполое размножение, соматический эмбриогенез и регенерация / Отв. ред. Б.П. Токин. – Л.: Издво ЛГУ, 1972. – C. 110-154.

Ефремова С.М., Дроздов А.С. Прижизненные наблюдения над ранними этапами 8.

агрегации изолированных клеток губки Ephydatia fluviatilis // Вестник ЛГУ. – 1970. – № 15. – С.18-23.

Ефремова С.М., Никитин Н.С. Формообразовательные потенции различного 9.

размера конгломератов соматических клеток пресноводной губки Ephydatia fluviatilis // Морфогенетические процессы при бесполом размножении, соматическом эмбриогенезе и регенерации / Отв. ред. Б.П. Токин. – Л.: Изд-во ЛГУ, 1973. – С. 97-105.

Захваткин А.А. Сравнительная эмбриология низших беспозвоночных: источники 10.

и пути формирования индивидуального развития многоклеточных. – М.: Советская наука, 1949. – 349 с.

Иванова Л.В. Морфогенетические процессы и сезонные изменения 11.

анатомической и тканевой организации у баренцевоморской губки Halichondria panicea (Pallas) // Архив АГЭ. – 1978. – Т. 75. – № 10. – С. 62-72.

Иванова Л.В. Жизненный цикл баренцевоморской губки Halichondria panicea 12.

(Pallas) // Морфогенезы у губок / Отв. ред. Г.П. Короткова. – Л.: Изд-во ЛГУ, 1981. – С.

74-93.

Колтун В.М. Кремнероговые губки Северных и дальневосточных морей СССР 13.

(отряд Cornacuspongida). – М.-Л.: Издательство Академии Наук СССР, 1959. – 236 с.

Колтун В.М. Четырехлучевые губки северных и дальневосточных морей СССР 14.

(отряд Tetraxsonida). – М.-Л.: Издательство “Наука”, 1966. – 112 с.

Короткова Г.П. Регенерация и клеточное размножение у известковой губки 15.

Leucosolenia complicata Mont // Вестник ЛГУ. – 1961. – Т. 4. – №21. – С. 39-50.

Короткова Г.П. Сравнительно-морфологические исследования развития губок из 16.

диссоциированных клеток // Бесполое размножение, соматический эмбриогенез и регенерация / Отв. ред. Б.П. Токин. – Л.: Изд-во ЛГУ, 1972а. – С. 74-109.

Короткова Г.П. Регенерация частей тела у известковой губки Sycon lingua // Труды 17.

ленинградского общества естествоиспытателей. – 1972б. – Т. 78. – № 4. – С. 155-169.

Короткова Г.П. Общая характеристика губок // Морфогенезы у губок / Отв. ред.

18.

Г.П. Короткова. – Л.: Изд-во ЛГУ, 1981. – С. 5-51.

Короткова Г.П. Регенерация животных. – СПб: Изд-во С.-Петерб. ун-та, 1997. – 19.

479 с.

Короткова Г.П., Ефремова С.М., Каданцева А.Г. Особенности морфогенезов при 20.

развитии Sycon lingua из небольших кусочков тела // Вестник ЛГУ. – 1965. – Т. 4. – №21.

– С. 14-30.

Короткова Г.П., Никитин Н.С. Сравнительно-морфологический анализ 21.

регенерации и соматического эмбриогенеза у кремнероговой губки Halichondria panicea // Тр. Мурман. морск. биол. ин-та АН СССР. – 1969а. – № 16. – С. 9-16.

Короткова Г.П., Никитин Н.С. Особенности морфогенеза при развитии 22.

кремнероговой губки Halichondria panicea из небольшого фрагмента тела // Тр. Мурман.

морск. биол. ин-та АН СССР. – 1969б. – № 16. – С. 17-26.

Короткова, Г.П., Соколова Е.Д. Зависимость формообразовательных потенций 23.

хоаноцитов известковой губки от клеточного состава конгломератов // Морфогенетические процессы при бесполом размножении, соматическом эмбриогенезе и регенерации / Отв. ред. Б.П. Токин. – Л.: Изд-во ЛГУ, 1973. – С. 118-133.

Кутерницкая Е.А., Вишняков А.Э., Ересковский А.В. Изучение строения 24.

симбиотических бактерий беломорской губки Halisarca dujardini Johnston (Porifera, Demospongiae, Halisarcida) и их возможного влияния на формирование примморф // Вестник СПбГУ. – 2008. – Т. 3. – № 4. – С. 10-15.

Лавров А.И. Формирование и структура примморфов из губок Белого моря.

25.

Дипломная работа / Московский Государственный Университет им. М.В. Ломоносова.

– M., 2012. – 82 c.

Лавров А.И., Косевич И.А. Реагрегация клеток у губок // Природа. – 2013. – №2.

26.

– С. 87-90.

Марфенин Н.Н. Основные морфо-функциональные состояния колонии у 27.

гидроида Dynamena pumila (L.) в естественных условиях // Докл. АН СССР. – 1980. – Т. 255. – № 1. – С. 253-256.

Миронов А.А., Комиссарчик Я.Ю., Миронов В.А. Методы электронной 28.

микроскопии в биологии и медицине: методическое руководство. – СПб.: Наука, 1994.

– 400 с.

Никитин Н.С. Особенности поведения изолированных одиночных клеток 29.

пресноводной губки Ephydatia fluviatilis (L.) // Морфогенетические процессы при бесполом размножении, соматическом эмбриогенезе и регенерации / Отв. ред. Б.П.

Токин. – Л.: Изд-во ЛГУ, 1973а. – С. 88-96.

Никитин Н.С. Формообразовательные потенции конгломератов ядрышковых 30.

амебоцитов пресноводной губки Ephydatia fluviatilis // Морфогенетические процессы при бесполом размножении, соматическом эмбриогенезе и регенерации / Отв. ред. Б.П.

Токин. – Л.: Изд-во ЛГУ, 1973б. – С. 134-142.

Черногор Л.И., Кондратов И.Г., Кулакова Н.В., Деникина Н.Н., Беликов С.И.

31.

Экспрессия силикатеинов на модельной клеточной культуре примморф байкальской губки Lubomirskia baicalensis // Фундаментальные исследования. – 2014. – № 11. С. 2455Языков А.А. Аггрегация диссоциированных клеток у губок Reniera cinerea 32.

(Grant), Halichondria panicea (Pallas) и Ephydatia fluviatilis (Lamarck) и способность образовавшихся многоклеточных комплексов к реституции в целый организм // ЖОБ. – 1965а. – Т. 26. – № 6. – С. 690-693.

Языков А.А. Поверхностные антигены в аггрегации клеток губок Halichondria 33.

panicea (Pallas) и Reniera cinerea (Grant) // ЖОБ. – 1965б. – Т. 26. - № 1. – С. 96-101.

34. Adams E.D.M., Goss G.G., Leys S.P. Freshwater sponges have functional, sealing epithelia with high transepithelial resistance and negative transepithelial potential // PloS One.

– 2010. – V. 5. – № 11. – e15040.

35. Adamska M., Degnan B.M., Green K. Zwafink. C. What sponges can tell us about the evolution of developmental processes // Zoology. – 2011. – V. 144. – № 1. – P. 1-10.

36. Appeltans W., Ahyong S.T., Anderson G., Angel M.V., Artois T., Bailly N., Bamber R., Barber A., Bartsch I., Berta A., Bazewicz-Paszkowycz M., Bock P., Boxshall G., Boyko C. B., Brando S.N., Bray R.A., Bruce N.L., Cairns S.D., Chan T.Y., Cheng L., Collins A.G., Cribb T., Curini-Galletti M., Dahdouh-Guebas F., Davie P.J.F., Dawson M.N., De Clerck O., Decock W., De Grave S., De Voogd N.J., Domning D.P., Emig C.C., Ersus C., Eschmeyer W., Fauchald K., Fautin D.G., Feist S.W., Fransen C.H.J.M., Furuya H., Garcia-Alvarez O., Gerken S., Gibson D., Gittenberger A., Gofas S., Gmez-Daglio L., Gordon D.P., Guiry M.D., Hernandez F., Hoeksema BW., Hopcroft R.R., Jaume D., Kirk P., Koedam N., Koenemann S., Kolb J.B., Kristensen R.M., Kroh A., Lambert G., Lazarus D.B., Lemaitre R., Longshaw M., Lowry J., MacPherson E., Madin L.P., Mah C., Mapstone G., McLaughlin P.A., Mees J., Meland K., Messing C.G., Mills C.E., Molodtsova T.N., Mooi R., Neuhaus B., Ng P.K.L., Nielsen C., Norenburg J., Opresko D.M., Osawa M., Paulay G., Perrin W., Pilger J.F., Poore G.C.B.

, Pugh P., Read G.B., Reimer J.D., Rius M., Rocha R.M., Saiz-Salinas J.I., Scarabino V., Schierwater B., Schmidt-Rhaesa A., Schnabel K.E., Schotte M., Schuchert P., Schwabe E., Segers H., Self-Sullivan C., Shenkar N., Siegel V., Sterrer W., Sthr S., Swalla B., Tasker M.L., Thuesen E.V., Timm T., Todaro M.A., Turon X., Tyler S., Uetz P., Van Der Land J., Vanhoorne B., Van Ofwegen L.P., Van Soest R.W.M., Vanaverbeke J., Walker-Smith G., Walter T.C., Warren A., Williams G.C., Wilson S.P., Costello M.J. The magnitude of global marine species diversity // Curr. Biol. – 2012. – V. 22. – № 1. – P. 1-14.

37. Bagby R.M. Formation and differentiation of the upper pinacoderm in reaggregation masses of the sponge Microciona prolifera (Ellis and Solander) // J. Exp. Zool. – 1972. – V.

180. – P. 217-225.

Bergquist P.R. Sponges. – Berkley and Los Angeles, University of California Press, 38.

1978. – 268 p.

39. Bond C. Continuous cell movements rearrange anatomical structures in intact sponges // J. Exp. Zool. – 1992. – V. 263. – № 3. – P. 284-302.

40. Bond C., Harris A.K. Locomotion of sponges and its physical mechanism // J. Exp. Zool.

– 1988. – V. 246. – № 3. – P. 271–284.

41. Borchiellini C., Manuel M., Alivon E., Boury-Esnault N., Vacelet J., Le Parco Y.

Sponge paraphyly and the origin of Metazoa // J. Evol. Bioll. – 2008. – V. 14. – № 1. – P. 171Borisenko I.E., Adamska M., Tokina D.B., Ereskovsky A.V. Transdifferentiation is a driving force of regeneration in Halisarca dujardini (Demospongiae, Porifera) // PeerJ. – 2015.

– V. 3. – e1211.

43. Boury-Esnault N. A cell type in Sponges Involved in the Metabolism of Glycogen // Cell Tissue Res. – 1977. – V. 175. – P. 523-539.

44. Boury-Esnault N., de Vos L., Donadey C., Vacelet J. Comparative Study of the Choanosome of Porifera: I. The Homoscleromorpha // J. Morphol. – 1984. – V. 17. – P. 3-17.

Boury-Esnault N., Rtzler K. Thesaurus of Sponge Morphology. – Washington, D.C.:

45.

Smithsonian Institution Press, 1997. – 55 p.

46. Boute N., Exposito J.-Y., Boury-Esnault N., Vacelet J., Noro N., Miyazaki K., Yoshizato K., Garrone R. Type IV collagen in sponges, the missing link in basement membrane ubiquity // Biol. Cell. – 1996. – V. 88. – № 1-2. – P. 37-44.

Brien P. La rorganisation de l'Eponge aprs la dissociation par la filtration et 47.

phnomnes d'involution chez Ephydatia fluviatilis // Arch. Biol. – 1937. – V. 48. – P. 185Brnsted H.V. ber zellulre entwicklungen in den restitution processen beim 48.

swasserschwamm Spongilla lacustris (L.) // Arch. exp. Zelliorsch. – 1937. – V. 19. – P. 35Buscema M., De Sutter D., Van de Vyver G. Ultrastructural study of differentiation processes during aggregation of purified sponge archaeocytes // Wilhelm Roux arch. dev. biol.

– 1980. – V. 188. – № 1. – P. 45-53.

Btschli O. Bemerkungen zur Gastraea-Theorie // Morph. Jahrb. – 1884. – V. 9. – 50.

P. 415–427.

51. Cao X., Fu W., Yu X., Zhang W. Dynamics of spicule production in the marine sponge Hymeniacidon pervelis during in vitro cell culture and seasonal development in the field // Cell Tissue Res. – 2007a. – V. 329. – № 3. – P. 595-608.

52. Cao X., Yu X., Zhang W. Comparison of spiculogenesis in in vitro ADCP-primmorph and explants culture of marine sponge Hymeniacidon perleve with 3-TMOSPU supplementation // Biotechnol. Prog. – 2007b. – V. 23. – № 3. – P. 707-714.

53. Chernogor L.I., Denikina N.N., Belikov S.I., Ereskovsky A.V. Long-term cultivation of primmorphs from freshwater Baikal sponge Lubomirskia baikalensis // Mar. Biotechnol. – 2011a. – V. 13. – № 4. – P. 782-792.

54. Chernogor L.I., Denikina N.N., Belikov S.I., Ereskovsky A.V. Formation of spicules during the long-term cultivation of primmorphs from the freshwater Baikal sponge Lubomirskia baikalensis // Organic Chem. Curr. Res. – 2011b. – S2. 001.

55. Chernogor L.I., Denikina N.N., Kondratov I., Solovarov I., Khanaev I., Belikov S.I., Ehrlich H. Isolation and identification of the microalgal symbiont from primmorphs of the endemic freshwater sponge Lubomirskia baicalensis (Lubomirskiidae, Porifera) // Eur. J.

Phycol. – 2014. – V. 48. – № 4. – P. 497-508.

Curtis A.S.G. Pattern and mechanism in the reaggregation of sponges // Nature. – 1962.

56.

– V.196, – № 4851. – P. 245-248.

Custodio M.R., Prokic I., Steffen R., Koziol, C., Borojevic R., Brmmer F., Nickel M., 57.

Mller W.E.G. Primmorphs generated from dissociated cells of the sponge Suberites domuncula: a model system for studies of cell proliferation and cell death // Mech. Ageing Dev. – 1998. – V. 105. – № 1-2. – P. 45-59.

58. Custodio M.R., Hajdu E., Muricy G. Cellular dynamics of in vitro allogeneic reactions of Hymeniacidon heliophila (Demospongiae: Halichondrida) // Mar. Biol. – 2004. – V. 144 – № 5. – P. 999-1010.

59. de Caralt S., Uriz M.J., Wijffels R.H. Cell culture from sponges: pluripotency and immortality // Trends biotechnol. – 2007. – V. 25. – № 10. – P. 467-471.

60. De Sutter D., Van de Vyver G. Aggregative properties of different cell types of the freshwater sponge Ephydatia fluviatilis isolated on ficoll gradients // Wilhelm Roux arch. dev. biol.

– 1977. – V. 181. – № 2. – P. 151-161.

61. De Sutter D., Van de Vyver G. Isolation and recognition properties of some definite sponge cell types // Dev. Comp. Immunol. – 1979. – V. 3. – P. 389-397.

62. Eerkes-Medrano D.I., Leys S.P. Ultrastructure and embryonic development of a syconoid calcareous sponge // Invertebr. Biol. – 2003. – V. 125. – № 3. – P. 177-194.

63. Eerkes-Medrano D.I., Feehan C.J., Leys S.P. Sponge cell aggregation: checkpoints in development indicate a high level of organismal complexity // Invertebr. Biol. – 2015. – V.

134. – № 1. – P. 1-18.

64. Ereskovsky A.V. Reproduction cycles and strategies of the cold-water sponges Halisarca dujardini (Demospongiae, Halisarcida), Myxilla incrustans and Iophon piceus (Demospongiae, Poecilosclerida) from the White Sea // Biol. Bull. – 2000. – V. 198, – № 1. – P. 77-87.

65. Ereskovsky A.V. Sponge embryology: the past, the present and the future // Porifera Research: Biodiversity, Innovation and Sustainability / Eds. M.R. Custdio, G. Lbo-Hajdu, E. Hajdu, G. Muricy. – Rio de Janeiro, Museu Nacional, 2007. – P. 41-52.

Ereskovsky A.V. Comparative Embryology of Sponges. – Springer Netherlands, 2010.

66.

– 329 p.

67. Ereskovsky A.V., Tokina D.B. Asexual reproduction in homoscleromorph sponges (Porifera; Homoscleromorpha) // Mar. Biol. – 2007. – V. 151. – № 2. – P. 425-434.

68. Ereskovsky A.V., Konjukov P., Willenz P. Experimental metamorphosis of Halisarca dujardini larvae (Demospongiae, Halisarcida): evidence of flagellated cell totipotentiality // J. Morph. – 2007. – V. 268. – P. 529536.

69. Ereskovsky A.V., Renard E., Borchiellini C. Cellular and molecular processes leading to embryo formation in sponges: evidences for high conservation of processes throughout animal evolution // Dev. Genes Evol. – 2013. – V. 223. – № 1-2. – P. 5-22.

Ereskovsky A.V., Borisenko I.E., Lapbie P., Gazave E., Tokina D.B., Borchiellini C.

70.

Oscarella lobularis (Homoscleromorpha, Porifera) regeneration: epithelial morphogenesis and metaplasia // Plos One. – 2015. – V. 10. – e0134566.

71. Ereskovsky A.V., Chernogor L.I., Belikov S.I. Ultrastructural description of development and cell composition of primmorphs in the endemic Baikal sponge Lubomirskia baicalensis // Zoomorphology. – 2016. – V. 135. – № 1. – P. 1-17.

72. Fahey B., Degnan B.M. Origin of animal epithelia: insights from the sponge genome // Evol. Dev. – 2010. – V. 12. – № 6. – P. 601-617.

Fernndez-Busquets Х. The sponge as a model of cellular recognition // Sourcebook of 73.

models for biomedical research / Ed. P.M. Conn – Totowa, NJ: Humana Press Inc., 2008. – P.

75-83.

Fernndez-Busquets Х., Burger M. The main protein of the aggregation factor 74.

responsible for species-specific cell adhesion in the marine sponge Microciona prolifera is highly polymorphic // J. Biol. Chem. – 1997. – V. 272. – № 44. – P. 27839-27847.

Fernndez-Busquets Х., Gerosa D., Hess D, Burger M.M. Accumulation in marine 75.

sponge grafts of the mRNA encoding the main proteins of the cell adhesion system // J. Biol.

Chem. – 1998. – V. 273. – № 45. – P. 29545-29553.

Fernndez-Busquets Х., Burger M. M. Cell adhesion and histocompatibility in sponges 76.

// Microsc. Res. Tech. – 1999. – V. 44. – № 4. – P. 204-218.

Fernndez-Busquets Х., Kuhns W.J., Simpson T.L., Ho M., Gerosa D., Grob M., 77.

Burger, M. M. Cell adhesion-related proteins as specific markers of sponge cell types involved in allogeneic recognition // Dev. Comp. Immunol. – 2002. – V. 26. – № 4. – P. 313-323.

Galtsoff P.S. The amoeboid movement of dissociated sponge cells // Biol. Bull. – 1923.

78.

– V. 45. – № 3. – P. 153-161.

79. Galtsoff P.S. Regeneration after dissociation (an experimental study on sponges). I.

Behavior of dissociated cells of Microciona prolifera under normal and altered conditions // J.

Exp. Zool. – 1925a. – V. 42. – № 1. – P. 183–221.

80. Galtsoff P.S. Regeneration after dissociation (an experimental study on sponges). II.

Histogenesis of Microciona prolifera // J. Exp. Zool. – 1925b. – V. 42. – № 1. – P. 223–255.

81. Gaino E., Zunino L., Burlando B., Sara M. The locomotion of dissociated sponge cells:

A cell-by-cell, time-lapse film analysis // Cell Motil. – 1985. – V. 5. – № 6. – P. 463–473.

82. Gaino E., Burlando B. Sponge cell motility: A model system for the study of morphogenetic processes // Boll. Zool. – 1990. – V. 57. – № 2. – P. 109-118.

83. Gaino E., Magnino G., Burlando B., Sara M. Morphological responses of dissociated sponge cells to different organic substrata // Tissue Cell. – 1993. – V. 25. – № 3. – P. 333-341.

84. Gaino E., Manconi R., Pronzato R. Organizational plasticity as a successful conservative tactics in sponges // Anim. Biol. – 1995. – V. 4. – P. 31-43.

85. Gaino E., Magnino G. Dissociated cells of the calcareous sponge Clathrina: a model for investigating cell adhesion and cell motility in vitro // Microsc. Res. Tech. – 1999. – V. 44. – P. 279-292.

Gazave E., Lapbie P., Ereskovsky A.V., Vacelet J., Renard E., Crdenas P., 86.

Borchiellini C. No longer Demospongiae: Homoscleromorpha formal nomination as a fourth class of Porifera // Hydrobiologia. – 2011. – V. 687. – № 1. – P. 3-10.

87. Gerasimova E.I., Ereskovsky A.V. Reproduction of two species of Halichondria (Demospongiae: Halichondriidae) in the White Sea // Porifera Research: Biodiversity, Innovation and Sustainability / Eds. M.R. Custdio, G. Lbo-Hajdu, E. Hajdu, G. Muricy. – Rio de Janeiro, Museu Nacional, 2007. – P. 327-333.

88. Gonobobleva E.L., Ereskovsky A.V. Metamorphosis of the larva of Halisarca dujardini (Demospongiae, Halisarcida) // Bull. Inst. Roy. Sci. nat. Belgique. Biol. – 2004. – V. 74. – P. 10115.

89. Gonobobleva E.L., Maldonado M. Choanocyte ultrastructure in Halisarca dujardini (Demospongiae, Halisarcida) // J. Morphol. – 2009. – V. 270. – P. 615-627.

Gorin S., Kosevich I. How the sponge can travel. International Workshop “The 90.

Evolution of Multicellularity: Insights from Hydra and other Basal Metazoans” – Evangelische Akademie Tutzing, Germany, 2009. – P. 77– 77.

91. Haeckel E. Die Gastrea-Theorie, die phylogenetische Klassifikation des Tierreichs, und die Homologie der Keimbltter // Jen. Z. Naturwiss. – 1874. – V. 8 – P. 1–55.

Harris A.K. Cell motility and the problem of anatomical homeostasis. J. Cell. Sci. – 92.

1987. – V. 8. – P. 121-140.

93. Haygood M.G., Schmidt E.W., Davidson S.K., Faulkner D.J. Microbial symbionts of marine invertebrates: opportunities for microbial biotechnology // J. Mol. Microbiol.

Biotechnol. – 1999. – V. 1. – № 1. – P. 33-43.

94. Hill M.S., Hill A.L., Lopez J. Peterson, K. J., Pomponi S., Diaz M.C., Thacker R.W., Adamska M., Boury-Esnault N., Crdenas P., Chaves-Fonnegra A., Danka E., De Laine B., Formica D., Hajdu E., Lobo-Hajdu G., Klontz S., Morrow C.C., Patel J., Picton B., Pisani D., Pohlmann D., Redmond N.E., Reed J., Richey S., Riesgo A., Rubin E., Russell Z., Rtzler K., Sperling E. A., di Stefano M., Tarver J.E., Collins A.G. Reconstruction of family-level phylogenetic relationships within Demospongiae (Porifera) using nuclear encoded housekeeping genes // PLOS One. – 2013. – V. 8. – № 1. – e50437.

95. Humphreys T. Chemical dissolution and in vitro reconstruction of sponge cell adhesion.

I. Isolation and functional demonstration of components involved // Dev. Biol. – 1963. – V. 8.

–№ 1. – P. 27-47.

96. Humphreys T. Biochemical analysis of sponge cell aggregation // Symp. zool. Soc.

Lond. – 1970. – V. 25. – P. 325-334.

97. Huxley J.S. Some Phenomena of Regeneration in Sycon; with a Note on the Structure of Its Collar-Cells // Phil. Trans. R. Soc. B. – 1912. – V. 202. – P. 165-189.

98. Huxley J.S. Further studies on restitution-bodies and free tissue culture in Sycon // Quart. J. Micr. Sci. – 1921. – V. 65. – P. 293-322.

Hyman L.H. The invertebrates: Protozoa through Ctenophora. – New York and London, 99.

McGraw-Hill Book Company, 1940. – 726 p.

100. Korotkova G. Pecularities of somatic embriogenesis in sponges // Biologie des Spongiaures. Paris: Coll. Internat. C.N.R.S. – 1979. – V. 291. – P. 53-58.

101. Krasko A., Schrder H.C., Batel R., Grebenjuk V.A., Steffen R., Mller I.M., Mller, W.E.G. Iron induces poliferation and morphogenesis in primmorphs from the marine sponge Suberites domuncula // DNA Cell Biol. – 2002. – V. 21. – № 1. – P. 67-80.

102. Larroux C., Fahey B., Liubicich D., Hinman V.F., Gauthier M., Gongora M., Green K., Wrheide G., Leys S.P., Degnan B.M. Developmental expression of transcription factor genes in a demosponge: insights into the origin of metazoan multicellularity // Evol. Dev. – 2006. – V. 8. – № 2. – P. 150-173.

103. Lavrov A.I., Kosevich I.A. Sponge cell reaggregation: Cellular structure and morphogenetic potencies of multicellular aggregates // J. Exp. Zool. Part A. – 2016. – V. 325.

– № 2. – P. 158-177.

104. Le Pennec G., Perovic S., Ammar M.S.A., Grebenjuk V.A., Steffen R., Brmmer F.,

Mller W.E.G. Cultivation of primmorphs from the marine sponge Suberites domuncula:

morphogenetic potential of silicon and iron // J. Biotech. – 2003. – V. 100. – № 2. – P. 93-108.

105. Lee Y.K., Lee J.H., Lee H.K. Microbial symbiosis in marine sponges // J. Microbiol. – 2001. – V. 39. – № 4. – P. 254-264.

106. Leith A. Role of aggregation factor and cell type in sponge cell adhesion // Biol. Bull. – 1979. – V. 156. – № 2. – P. 212-223.

107. Leys S.P. Sponge cell culture: A comparative evaluation of adhesion to a native tissue extract and other culture substrates // Tissue Cell. – 1997. – V. 29 – № 1. – P. 77-87.

108. Leys S.P. Sponge coordination, tissues, and the evolution of gastrulation // Porifera Research: Biodiversity, Innovation and Sustainability / Eds. M.R. Custdio, G. Lbo-Hajdu, E. Hajdu, G. Muricy. – Rio de Janeiro, Museu Nacional, 2007. – P. 53-59.

109. Leys S.P., Ereskovsky A.V. Embryogenesis and larval differentiation in sponges // Can.

J. Zool. – 2006. – V. 84. – № 2. – P. 262-287.

110. Leys S.P., Hill A. The physiology and molecular biology of sponge tissues // Adv. Mar.

Biol. – 2012 – V. 62. – P. 1-56.

111. Leys S.P., Nichols S.A., Adams, E.D.M. Epithelia and integration in sponges // ICB. – 2009. – V. 49. – № 2. – P. 167-177.

112. Leys S.P., Riesgo A. Epithelia, an evolutionary novelty of metazoans // J. Exp. Zool.

Part B. – 2012. – V. 318. – № 6. – P. 438-447.

113. Metschnikoff E. Embryologische Studien an Medusen. – Wien: A. Hlder, 1886. – 174 p.

114. Mikhailov K., Konstantinova A., Nikitin M., Troshin P., Rusin L., Lyubetsky V., Panchin Y., Mylnikov A., Moroz L., Kumar S., Aleoshin V.V. The origin of metazoa: a transition from temporal to spatial cell differentiation // Bioessays. – 2009. – V. 31. – P. 758Millonig G. Study on the factors which influence preservation of fine structure // Sympos. on electron microscopy. – Rome, Italy, Consiglio Nazionale delle Ricerche, 1964. – P. 347.

116. Mookerjee S., Ganguly B. Contact reaction of cells in sponge aggregation // Roux' Archiv fur Entwicklungsmechanik, 1964. – V. 155. – P. 525-534.

117. Moscona A. A. Cell aggregation: properties of specific cell-ligands and their role in the formation of multicellular systems // Dev. Biol. – 1968. – V. 18. – № 3. – P. 250-277.

118. Mller K. Das Regenerationsvermgen der Swasserschwmme, insbesondere // Archiv fr Entwicklungsmechanik der Organismen. – 1911. – V. 32. – № 3. – P. 397-446.

119. Mller W.E.G. The stem cell concept in sponges (Porifera): Metazoan traits // Semin.

Cell Dev. Biol. – 2006. – V. 17. – № 4. – P. 481-491.

120. Mller W.E.G., Wiens M., Batel R., Steffen R., Schrder H.C., Borojevic R., Custodio M.R. Establishment of a primary cell culture from a sponge: primmorphs from Suberites domuncula // Mar. Ecol. Prog. Ser. – 1999. – V. 178. – № 1. – P. 205-219.

121. Mller W.E.G., Bohm M., Batel R., De Rosa S., Tommonaro G., Mller I.M., Schrder

H.C. Application of cell culture for the production of bioactive compounds from sponges:

systhesis of avarol by primmorphs from Dysidea avara // J. Nat. Prod. – 2000. – V. 63. – № 8.

– P. 1077-1081.

122. Mller W.E.G., Mller I.M. Sponge cell aggregation // Mol. Cell. Biochem. – 1980. – V. 29. – № 3. – P. 131-143.

123. Mller W.E.G., Mller I.M. Analysis of the sponge [Porifera] gene repertoire:

implications for the evolution of the metazoan body plan // Prog. Mol. Subcell. Biol. – 2003. – V. 37. – P. 1-33.

124. Mller W.E.G., Grebenjuk V.A., Le Pennec G., Schrder H.C., Brmmer F., Hentschel U., Mller I.M., Breter H.J. Sustainable production of bioactive compounds by sponges – cell cultures and gene cluster approach: a review // Mar. Biotechnol. – 2004a. – V. 6. – № 2. – P. 105-117.

125. Mller W.E.G., Thakur N.L., Ushijima H., Thakur A.N., Krasko A., Le Pennec G., Indap M.M., Perovi-Ottstadt S., Schrder H.C., Lang G., Bringmann G. Matrix-mediated canal formation in primmorphs from the sponge Suberites domuncula involves the expression of CD36 receptor-ligand system // J. Cell. Sci. – 2004b. – V. 117. – № 12. – P. 2579-2590.

126. Mussino F., Pozzolini M., Valisano L., Cerrano C., Benatti U., Giovine M. Primmorphs cryopreservation: a new method for long-time storage of sponge cells // Mar. Biotechnol. – 2013. – V. 15. – P. 357-367.

127. Nichols S.A., Dirks W., Pearse J. S., King N. Early evolution of animal cell signaling and adhesion genes. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. – 2006. – V. 103. – № 33. – P. 12451Nielsen C. Six major steps in animal evolution—are we derived sponge larvae? // Evol.

Dev. – 2008. – V. 10. – P. 241–257.

129. Nielsen C. Animal evolution: interrelationships of the living phyla. – New York: Oxford University Press, 2012. – 416 p.

130. Noble P.B., Peterson S.C. A two-dimensional random-walk analysis of aggregating sponge cells prior to cell contact // Exp. Cell Res. – 1972. – V. 2. – P. 288-290.

131. Nosenko T., Schreiber F., Adamska M., Adamski M., Eitel M., Hammel J., Maldonado M., Mller W.E.G., Nickel M., Schierwater B., Vacelet J., Wiens M., Wrheide G. Deep metazoan phylogeny: When different genes tell different stories // Mol. Phylogenet. Evol. – 2013. – V. 67. – № 1. – P. 223-233.

132. Osinga R., Tramper J., Wijffels R.H. Cultivation of Marine Sponges // Mar. Biotechnol.

– 1999. – V. 1. – № 6. – P. 509-532.

133. zbek S., Balasubramanian P.G., Chiquet-Ehrismann R., Tucker R.P., Adams J.C. The Evolution of Extracellular Matrix // Mol. Biol. Cell. – 2010. – V. 21. – № 24. – P. 4300-4305.

134. Perovi S., Schrder H.C., Sudek S., Grebenjuk V.A., Batel R., Stifani M., Mller I.

M., Mller, W.E.G. Expression of one sponge Iroquois homeobox gene in primmorphs from Suberites domuncula during canal formation // Evol. Dev. – 2003. – V. 5. – № 3. – P. 240-250.

135. Philippe H., Derelle R., Lopez P., Pick K., Borchiellini C., Boury-Esnault N., Vacelet J., Renard E., Houliston E., Quinnec E., Da Silva C., Wincker P., Le Guyader H., Leys S, Jackson D.J., Schreiber F., Erpenbeck D., Morgenstern B., Wrheide G., Manuel M.

Phylogenomics Revives Traditional Views on Deep Animal Relationships // Curr. Biol. – 2009.

– V. 19. – № 8. P. – 706-712.

136. Pick K.S., Philippe H., Schreider F., Erpenbeck D., Jackson D.J., Wrede P., Wiens M., Ali A., Morgenstern B., Manuel M., Wrheide G. Improved phylogenetic taxon sampling noticeably affects nonbilaterian relationships // Mol. Biol. Evol. – 2010. – V. 27. – № 9. – P. 1983-1987.

137. Pomponi S.A. Biology of the Porifera: cell culture // Can. J. Zool. – 2006. – V. 84. – № 2. – P. 167-174.

138. Popescu O., Misevic G.N. Self-recognition by proteoglycans // Nature. – 1997. – V. 386.

– № 6622. – P. 231-232.

139. Redmond N.E., Morrow C.C., Thacker R.W., Diaz M.C., Boury-Esnault N., Crdenas P., Hajdu E., Lbo-Hajdu G., Picton B. E., Pomponi S.A., Kayal E., Collins A.G. Phylogeny and systematics of Demospongiae in light of new small-subunit ribosomal DNA (18S) sequences // Integr. Comp. Biol. – 2013. – V. 53. – № 3. – P. 388-415.

140. Reitner J., Wrheide G. Non-Lithistid Fossil Demospongiae - Origins of their Palaeobiodiversity and Highlights in History of Preservation // Systema Porifera: a guide to the classification of sponges / Eds. J.N.A. Hopper, R.W.M. Van Soest. – Kluwer Academic/Plenum Publishers, 2002. – P. 52-68.

141. Reynolds E.S. The use of lead citrate at high pH as an electron-opaque stain in electron microscopy // J. Cell. Biol. – 1963. – V. 17. – P. 208-212.

142. Riesgo A., Farrar N., Windsor P.J., Giribet G., Leys S.P. The analysis of eight transcriptomes from all poriferan classes reveals surprising genetic complexity in sponges // MBE. – 2014. – V. 31. – № 5. – P. 1102-1120.

143. Schima S., Matsuoka H., Iwamoto T., Sakai, H. Antimicrobial action of -poly-L-lysine // J. Antibiot. – 1984. – V. 37 – № 11. – P. 1449-1455.

144. Simpson T.L. The cell biology of sponges. – New York: Springer-Verlag, 1984. – 662 p.

145. Sipkema D. Cultivation of Marine Sponges: From Sea to Cell. PhD thesis / Wageningen University. – The Netherlands, 2004. 184 p.

146. Sipkema D., van Wielink R., van Lammeren A.A.M., Tramper J., Osinga R., Wijffels R.H. Primmorphs from seven marine sponges: formation and structure // J. Biotechnol. – 2003.

– V. 100. – № 2. – P. 127-139.

147. Sipkema D., Snijders A.P.L., Schroen C.G.P.H., Osinga R., Wijffels R.H. The life and death of sponge cells // Biotechnol. Bioeng. – 2004. – V. 85. – № 3. – P. 239-247.

148. Sperling E.A., Peterson K.J., Pisani D. Phylogenetic-signal dissection of nuclear housekeeping genes supports the paraphyly of sponges and the monophyly of Eumetazoa // Mol. Biol. Evol. – 2009. V. 26. – № 10. – P. 2261-2274.

149. Sperling E.A., Robinson J.M., Pisani D., Peterson K.J. Where's the glass? Biomarkers, molecular clocks, and microRNAs suggest a 200Myr missing Precambrian fossil record of siliceous sponge spicules // Geobiology. – 2010. – V. 8. – № 1. – P. 24-36.

150. Spiegel M. The Role of Specific Antigens in Cell Adhesion. Part I. The Reaggregation of Sponge Cells // Biol. Bull. – 1954. – V. 107. – № 1. – P. 130-148.

151. Spiegel M. The reaggregation of dissociated sponge cells // Ann. NY Acad. Sci. – 1955.

– V. 60. – P.1056-1078.

152. Srivastava M., Begovic E., Chapman J., Putnam N.H., Hellsten U., Kawashima T., Kuo A., Mitros T., Salamov A., Carpenter, M.L., Signorovitch A.Y., Moreno M.A., Kamm K., Grimwood J., Schmutz J., Shapiro H., Grigoriev I.V., Buss L.W., Schierwater B., Dellaporta S.L., Rokhsar D.S. The Trichoplax genome and the nature of placozoans // Nature. – 2008. – V. 454. – № 7207. – P. 955-960.

153. Srivastava M., Simakov O., Chapman J. Fahey, B., Gauthier M.E.A., Mitros T., Richards G.S., Conaco C., Dacre M., Hellsten U., Larroux C., Putnam N.H., Stanke M., Adamska M., Darling A., Degnan S.M., Oakley T.H., Plachetzki D.C., Zhai Y., Adamski M., Calcino A., Cummins S.F., Goodstein D.M., Harris C., Jackson D.J., Leys S.P., Shu S., Woodcroft B.J., Vervoort M., Kosik K.S., Manning G., Degnan B.M., Rokhsar D.S. The Amphimedon queenslandica genome and the evolution of animal complexity // Nature. – 2010.

– V. 466. – № 7307. – P. 720-726.

154. Taylor M.W., Radax R., Steger D., Wagner, M. Sponge-associated microorganisms:

evolution, ecology, and biotechnological potential // Microbiol. Mol. Biol. Rev. – 2007. – V.

71. – № 2. – P. 295-347.

155. Thakur N.L., Hentschel U., Krasko A., Pabel C.T., Anil A.C., Mller W.E.G.

Antibacterial activity of the sponge Suberites domuncula and its primmorphs: potential basis for epibacterial chemical defense // Aquat. Microb. Ecol. – 2003. – V. 31. – № 1. – P. 77-83.

156. Tyler S. Epithelium – the primary building block for metazoan complexity // Integr.

Comp. Biol. – 2003. – V. 43. – № 1. – P. 55-63.

157. Vacelet J., Boury-Esnault N., de Vos L., Donadey C. Comparative study of the choanosome of porifera: II. The keratose sponges // J. Morphol. – 1989. – V. 201. – № 2. – P. 119-129.

158. Valisano L., Bavestrello G., Giovine M., Cerrano C. Primmorphs formation dynamics:

a screening among Mediterranean sponges // Mar. Biol. – 2006a. – V. 149. – № 5. – P. 1037Valisano L., Bavestrello G., Giovine M., Arillo A., Cerrano C. Seasonal production of primmorphs from the marine sponge Petrosia ficiformis (Poiret, 1789) and new culturing approaches // Exp. Mar. Biol. Ecol. – 2006b. – V. 337. – № 2. – P. 171-177.

160. Valisano L., Bavestrello G., Giovines M., Arillo A., Cerrano C. Effect of iron and dissolved silica on primmorphs of Petrosia ficiformis (Poiret, 1789) // Chem. Ecol. – 2007a. – V. 23. – № 3. – P. 233-241.

161. Valisano L., Arillo A., Bavestrello G., Giovines M., Cerrano C. Influence of temperature on primmorph production in Petrosia ficiformis (Porifera: Demospongiae) // Porifera Research: Biodiversity, Innovation and Sustainability / Eds. M.R. Custdio, G. LboHajdu, E. Hajdu, G. Muricy. – Rio de Janeiro, Museu Nacional, 2007b. – P. 639-643.

162. Van de Vyver, G. Phenomena of cellular recognition in sponges // Curr. Top. Dev. Biol.

– 1975. – V. 10. – P. 123-140.

–  –  –

164. Vilanova E., Countiho C., Maia G., Mouro, P.A.S. Sulfated polysaccharides from marine sponges: conspicuous distribution among different cell types and involvement on formation of in vitro cell aggregates // Cell Tissue Res. – 2010. – V. 340. – № 3. – P. 523-531.

165. Webster N.S., Blackall, L.L. What do we really know about sponge-microbial symbioses? // The ISME journal. – 2009. – V. 3. – № 1. – P. 1-3.

166. Webster N.S., Taylor M.W. Marine sponges and their microbial symbionts: love and other relationships // Environ. Microbiol. – 2012. – V. 14. – № 2. – P. 335-346.

167. Wiens M., Mangoni A., D’Esposito M., Fattorusso E., Korchagina N., Schrder H.C.,

Grebenjuk V.A., Krasko A. The molecular basis for the evolution of the metazoan bodyplan:

extrecellular matrix-mediated morphogenesis in marine Demosponges // J. Mol. Evol. – 2003.

– V. 57. – № 1. – P. 60-75.

168. Wilson H.V. On some phenomena of coalescence and regeneration in sponges // J. Exp.

Zool. – 1907. – V. 5. – № 2. – P. 245-258.

169. Wilson H.V. Development of sponges from dissociated tissue cells // Bull. Bureau Fisheries. – 1910. – V. 30. – P. 1-30.

170. Wilson H.V., Penney J.T. The regeneration of sponges (Microciona) from dissociated cells // J. Exp. Zool. – 1930. – V. 56. – № 1. – P. 73-147.

171. Zhang W., Zhang X., Cao X., Xu J., Zhao Q., Yu X., Jin M., Deng M. Optimizing the formation of in vitro sponge primmorph from Chinese sponge Stylotella agminata // J. Biotech.

– 2003a. – V. 100. – № 2. – P. 161-168.

172. Zhang X., Cao X., Zhang W., Yu X., Jin M. Primmorphs from archaeocytes-dominant cell population of the sponge Hymeniacidon pervele: improved cell proliferation and spiculogenesis // Biotechnol. Bioeng. – 2003b. – V. 84. – № 5. – P. 583-590.

173. Zhang X., Le Pennec G., Steffen R., Mller, W.E.G., Zhang W. Application of a MTT assay for screening nutritional factors in growth media of primary sponge cell culture // Biotechnol. Prog. – 2004. – V. 20. – № 1. – P. 151-155.

174. Zhao Q., Zhang W., Jin M., Yu X., Deng M. Formulation of a basal medium for primary cell culture of the marine sponge Hymeniacidon perleve // Biotechnol. Prog. – 2005. – V. 21.

– № 3. – P. 1008-1012.

ПРИЛОЖЕНИЯ

–  –  –

Прочерк - в проведенных экспериментах примморфы не формировались; н/о - время жизни примморфов в культурах не определялось; вг - в культурах примморфов происходит восстановление функциональных особей губок, в скобках указано время полного восстановления особи; спд – сутки после диссоциации.

–  –  –

Рисунок 1. Схема организации взрослой губки.

На левой половине рисунка показано внешнее строение животного, на правой – внутреннее строение (срез через тело). ап – атриальная полость, кн – каналы водоносной системы, мх – мезохил, о – остии, ос – оскулюм, сп – спикулы, экд – экзопинакодерма.

Рисунок 2. Схемы строения пинакодерм и пинакоцитов губок.

А – пинакодерма, построенная из веретеновидных пинакоцитов; Б – веретеновидный пинакоцит; В – пинакодерма, построенная из Т-образных пинакоцитов; Г – Т-образный пинакоцит. аГ – аппарат Гольджи, в – вакуоль, м – митохондрия, шЭПР – шероховатый эндоплазматический ретикулюм, я – ядро. (по: Коротква, 1981, с изменениями).

Рисунок 3. Схема строения хоаноцитов (А) и хоаноцитных камер (Б) губок.

аГ – аппарат Гольджи, м – митохондрия, прк – приводящий канал водоносной системы, отк – отводящий канал водоносной системы, ф – фагосома, шЭПР – шероховатый эндоплазматический ретикулюм, х – хоаноцит, я – ядро. (А – по: Короткова, 1981, с изменениями; Б – по: Boury-Esnault, Rtzler, 1997, с изменениями).

Рисунок 4. Схемы строения клеток опорно-соединительной ткани губок.

А – лофоцит; Б

– спонгоциты, синтезирующие периспикулярный спонгин; В – склероцит. аГ – аппарат Гольджи, аф – аксиальный филамент спикулы, к – коллаген, м – митохондрия, пк – вакуоли с предшественником коллагена, пс – вакуоли с предшественником спонгина, псв

– периспикулярная вакуоль, с – спонгин, сп – спикула, ф – фагосома, шЭПР – шероховатый эндоплазматический ретикулюм, я – ядро. (по: Ereskovsky, 2010, с изменениями).

Рисунок 5. Клетки защитно-секреторной ткани губок (ТЭМ).

А – амебоцит; Б-Д – различные клетки с включениями; Б – вакуолярная клетка; В – сферульная клетка; Г – гранулярная клетка; Д – серая клетка. вк – специфические включения, гл – гранулы гликогена, ф – фагосома, я – ядро.

(А-Г – по Ereskovsky, 2010, с изменениями; Д – по:

Boury-Esnault, 1977, с изменениями) Рисунок 6. Скелетные элементы губок. А, Б – минеральные элементы скелета, спикулы;

А – макросклеры, Б – микросклеры; В, Г, Д, Е – различные формы спонгина; В – периспикулярный спонгин; Г – спонгиновая фибрилла, центральная часть которой укрепелена спикулами; Д – спонгиновая фибрилла с плотной наружной частью и рыхлой центральной частью; Е – спонгиновые фибриллы, укрепелнные песчинками и другими инородными элементами. с – спонгин, сп – спикула. (А-Б – по: Колтун, 1959, с изменениями; В-Е – по: Bergquist, 1978, с измененими).

Рисунок 7. Типы организации тела губок.

А – асканоидная; Б – сиконоидная; В – силеибидная; Г – лейконоидная. ап – атриальная полость, мх – мезохил, о – остии, ос – оскулюм, хк – хоаноцитная камера. (по: Hyman, 1940, с изменениями).

Рисунок 8. Филогенетическое дерево многоклеточных животных, построенное по методу Баесовского анализа на основе рибосомальных и не-рибосомальных генов (всего 22975 аминокислотных остатков) с использованием модели CAT + Г.

Черными кругами обозначены узлы, имеющие максимальную статистическую поддержку (апостериорная вероятность равна 100%). Статистическая поддержка остальных узлов указана цифрами рядом с ними. (по: Nosenko et al., 2013).

Рисунок 9. Филогенетическая схема, отражающая два сценария эволюции типа Porifera.

Слева показана монофилетическая модель филогении губок, справа – парафилетическая модель. (по: Adamska et al., 2011) Рисунок 10. Мезенхимальные морфогенезы в развитии губок. А – формирование личинки-паренхимулы H. dujardinii с участием эпителиально-мезенхимального перехода (ЭМП) – мультиполярной иммиграции, 1 – мультиполярная иммиграция, 2 – морула, 3 – паренхимула; Б – метаморфоз личинок губок, происходящий на ранних этапах благодаря эпителиально-мезенхимальному переходу (ЭМП), а на более поздних (формирование элементов водоносной системы) – благодаря мезенхимально-эпителиальной трансформации (МЭТ), 1 – кальцибластула, 2 – паренхимула, 3 – оседание, сопровождающееся полной дезинтеграцией эпителия, 4 – формирование элементов водоносной системы, экп – экзопинакодерма, хк – хоаноцитная камера. (А – по: Leys, Ereskovsky, 2006, с изменениями; Б – по: Ereskovsky et al., 2013, с изменениями) Рисунок 11. Эпителиальные морфогенезы в развитии губок. А – предличинка Oscarella malakhovi Ereskovsky, 2006 (Homoscleromorpha) со множеством инвагинаций, л – личинка, фо – фолликулярная оболочка; Б – метаморфоз Plakina trilopha Schulze, 1880 (Homoscleromorpha), в ходе которого имеют место разнообразные движения эпителиальных слоев, 1 – цинктобластула, 2 – оседание цинктобластулы, 3 – метаморфоз, 4 – молодая губка, пк – передний конец тела, зк – задний конец тела, хк – хоаноцитные камеры; Б – формирование амфибластулы Sycon sp. (Calcarea) путем экскурвации, 1 – стомобластула, 2,3 – последовательные стадии экскурвации стомобластулы, 4 – амфибластула. (А,В – по: Ereskovsky, 2010, с изменениями; Б – по: Ereskovsky et al., 2013, с изменениями) Рисунок 12. Фактор агрегации клеток губок. А – электронно-микроскопическая фотография фактора агрегации Geodia cydonium (Jameson, 1811). Видно ядро комплекса и 25 ассоциированных с ним белков (ТЭМ, увеличение 70000); Б – схема взаимодействия клеток губки посредством фактора агрегации и рецептора агрегации. (по: Mller, Mller, 2003, с изменениями) Рисунок 13. Основные этапы реагрегации клеток губок в лабораторных условиях. А – многоклеточные агрегаты аморфной формы Suberites massa, 15 мпд (минут после диссоциации); Б – ранний примморф Lubomirskia baicalensis, 6 чпд (часов последиссоциации); В –примморфы S. massa, 7 спд (суток после диссоциации); Г – выделения детрита и мертвых клеток (отмечена звездочкой) на поверхности примморфа Suberites domuncula. (А,В,Г – по: Sipkema et al., 2003, с изменениями; Б – по: Chernogor et al., 2011a, с изменениями).

Рисунок 14. Общая схема процесса реагрегации клеток губок в лабораторных условиях.

(по: Valisano et al., 2006a, с изменениями) Рисунок 15. Прикрепленные сетчатые примморфы D. avara, 10 спд. (по: Mller et al., 2000) Рисунок 16. Гистологическое строение многоклеточных агрегатов и примморфов губок.

А – срез клеточного агрегата H. panicea, 3 спд (ТЭМ); Б – наружная часть примморфа L.

baicalensis, 19 спд (СЭМ); В – скол примморфа S. massa, 7 спд (белая стрелка – пинакоцит, черная стрелка – гранулоцит, черный круг – межклеточное пространство) (СЭМ). ф – фагосома, я – ядро. (А – по: Лавров, Косевич, 2013; Б – по Chernogor et al., 2011a, с изменениями; В – по Sipkema et al., 2003, с изменениями) Рисунок 17. Относительное количество BrdU-положительных клеток на разных этапах процесса реагрегации у H. agminata. СПК – обычная суспензия клеток, С3 – фракция клеток С3, обогащенная археоцитами и археоцитоподобными клетками, спд – сутки после диссоциации. Планки погрешностей отражают среднеквадратичное отклонение шести повторностей. (по: Zhang et al., 2003b, с изменениями) Рисунок 18. Клетки исследованных видов губок в суспензии. А, Б – клетки H. panicea, формирующие псевдоподии; В, Г – клетки H. dujardinii; В – сферульная клетка; Г – гранулярная клетка; Д – хоаноциты L. complicata. Белые треугольники указывают на псевдоподии, вк – специфические включения, ж – жгутик, я – ядро.

Рисунок 19. Процесс реагрегации клеток H. aquaeductus. А – момент контакта псевдоподий двух соседних клеток; Б – последующее сближение клеток. Черный треугольник указывает на место контакта псевдоподий клеток.

Рисунок 20. Многоклеточные агрегаты, сформировавшиеся в суспензии H. dujardinii через 15 мпд. Белый треугольник указывает на лобоподии, я – ядро.

Рисунок 21. Крупный многоклеточный агрегат, сформировавшийся в культуре H. dujardinii через 24 чпд.

Рисунок 22. Схема протекания процесса реагрегации клеток в культурах, полученных от разных особей L. complicata.

Рисунок 23. Основные стадии реагрегации клеток L. complicata. А – первичные многоклеточные агрегаты (24 чпд); Б – первичные многоклеточные агрегаты (3 спд); В – ранние примморфы без пузырей (5 спд); Г – ранние примморфы с пузырями (5 спд); Д – примморфы, прикрепившиеся к субстрату (18 спд). Белые треугольники указывают на пузыри.

Рисунок 24. Схема протекания процесса реагрегации клеток в культурах, полученных от разных особей H. aquaeductus.

Рисунок 25. Основные стадии реагрегации клеток H. aquaeductus. А – первичные многоклеточные агрегаты (24 чпд); Б – первичные многоклеточные агрегаты, окруженные оболочкой, в ходе трансформации в ранние примморфы (3 спд); В – ранний примморф (11 спд). Белые треугольники указывают на оболочку вокруг первичных агрегатов.

Рисунок 26. Основные стадии реагрегации клеток H. panicea. А – первичные многоклеточные агрегаты (24 чпд); Б – первичные многоклеточные агрегаты, окруженные оболочкой, в ходе трансформации в ранние примморфы (3 спд); В – ранние примморфы (9 спд); Г – примморфы (13 спд). Белые треугольники указывают на оболочку вокруг первичных агрегатов.

Рисунок 27. Схема протекания процесса реагрегации клеток в культурах, полученных от разных особей H. panicea в период роста, предшествующего половому размножению.

Точное время жизни ранних примморфов и примморфов не определялось, так как они были зафиксированы для гистологических и ультраструктурных исследований.

Рисунок 28. Схема протекания процесса реагрегации клеток в культурах, полученных от разных особей H. panicea в период гаметогенеза.

Рисунок 29. Схема протекания процесса реагрегации клеток в культурах, полученных от разных особей H. panicea в период эмбриогенеза.

Рисунок 30. Схема протекания процесса реагрегации клеток в культурах, полученных от разных особей H. panicea в период восстановления соматических тканей после выхода личинок и пострепродуктивного роста.

Рисунок 31. Основные стадии реагрегации клеток H. dujardinii. А – первичные многоклеточные агрегаты (2 чпд); Б – ранние примморфы (7 чпд); В – примморф (24 чпд);

Г – примморф, прикрепившийся к субстрату; Д – примморф с развивающейся водоносной системой; Е – неприкрепленный развивающийся примморф с множество зачатков оскулюмов; Ж – восстановившиеся губки. Белые треугольники указывают на полости водоносной системы, белые звездочки – на зачатки оскулюмов, белые стрелки – на оскулюмы.

Рисунок 32. Схема протекания процесса реагрегации клеток в культурах, полученных от разных особей H. dujardinii в период гаметогенеза.

Рисунок 33. Слияние нескольких восстановившихся особей H. dujardinii в одну в результате их движения по субстрату.

Рисунок 34. Разделение развивающихся примморфов H. dujardinii в результате их движения.

Рисунок 35. Ритмические сокращения развивающегося примморфа H. dujardinii, несущего несколько зачатков оскулюмов (15 спд).

Рисунок 36. Схема протекания процесса реагрегации клеток в культурах, полученных от разных особей H. dujardinii, которые несли в тканях эмбрионы (период эмбриогенеза).

Рисунок 37. Схема протекания процесса реагрегации клеток в культурах, полученных от разных особей H. dujardinii, которые несли в тканях предличинок и личинок (период эмбриогенеза).

Рисунок 38. Реагрегация клеток, полученных от особей H. dujardinii, которые несли эмбрионы. А – первичные многоклеточные агрегаты (3 чпд); Б – ранний примморф (3 спд); В – примморф (7 спд). Белые треугольники указывают на эмбрионы, вошедшие в состав первичных многоклеточных агрегатов или ранних примморфов, белые звездочки

– на эмбрионы, которые вышли из состава агрегатов в ходе формирования примморфов.

Рисунок 39. Схема протекания процесса реагрегации клеток в культурах, полученных от разных особей H. dujardinii, которые находились на стадии восстановления соматических тканей после выхода личинок (собраны в первой половине августа).

Рисунок 40. Схема протекания процесса реагрегации клеток в культурах, полученных от разных особей H. dujardinii, которые находились на стадии пострепродуктивного роста (собраны во второй половине августа–начале сентября).

Рисунок 41. Строение первичных многоклеточных агрегатов L. complicata. А – гистологический срез первичного многоклеточного агрегата (1 спд); Б – ультратонкий срез первичного многоклеточного агрегата (1 спд), демонстрирующий неплотную упаковку клеток (ТЭМ); В – поверхность первичного многоклеточного агрегата (1 спд) (СЭМ); Г – гистологический срез первичного многоклеточного агрегата (3 спд); Д – поверхность первичного многоклеточного агрегата (3 спд) (СЭМ), обведенный участок показан крупнее на Рисунке 44, А; Е – участок стенки пузыря на поверхность первичного многоклеточного агрегата (3 спд) (ТЭМ, монтаж). ам – амебоциты, б – бактерии, вв – вакуоли с волокнистым содержимым, кс – кинтесома жгутика, п – полости, пз – пузырь на поверхности агрегата, псб – полости с бактериями, ф – фагосомы, х - хоаноцит, я – ядра.

Рисунок 42. Строение хоаноцитов в первичных многоклеточных агрегатах и ранних примморфах L. complicata (ТЭМ). А – общий вид хоаноцита в первичном многоклеточном агрегате; Б – базальный аппарат жгутика (монтаж); В – общий вид хоаноцитов в ранних примморфах; Г – мембранные включения хоаноцитов в ранних примморфах (монтаж). аГ

– аппарат Гольджи, вв – вакуоль с волокнистым содержимым, вк – специфические мембранные включения, дц – дополнительная центриоль, кр – корешок кинетосомы, кс – кинетосома жгутика, мт – микротрубочки, ф – фагосома, шЭПР – шероховатый эндоплазматический ретикулюм, я – ядро.

Рисунок 43. Строение амебоцитов в первичных многоклеточных агрегатах (А, В) и ранних примморфах (Б) L. complicata (ТЭМ, монтаж). б – бактерия, вв – вакуоль с волокнистым содержимым, мтх – митохондрии, ф – фагосомы, шЭПР – шероховатый эндоплазматический ретикулюм, я – ядро.

Рисунок 44. Поверхность первичных многоклеточных агрегатов L. complicata (СЭМ). А

– группа хоаноцитов, несущих жгутики и воротнички из микроворсинок, на поверхности первичного многоклеточного агрегата (3 спд); Б – очаг эпителизации на поверхности первичного многоклеточного агрегата (3 спд), звездочкой отмечен хоаноцит в процессе уплощения. Белые треугольники указывают на жгутики хоаноцитов, черные – на бактерии.

Рисунок 45. Строение ранних примморфов L. complicata. А – гистологический срез раннего примморфа (5 спд), на которым видна плотная упаковка клеток и очаги дегенерации клеток; Б – участок, обведенный на рисунке А, при большем увеличении; В

– ультратонкий срез раннего примморфа (7 спд), на котором видна плотная упаковка клеток (ТЭМ, монтаж). Белые треугольники указывают на очаги дегенерации клеток, вв

– вакуоль с волокнистым содержимым, ф – фагосома, я – ядро.

Рисунок 46. Поверхность ранних примморфов L. complicata (СЭМ). А – общий вид поверхности раннего примморфа (5 спд), в центре изображения виден крупный очаг эпителизации; Б – участок очага эпителизации, обведенного на рисунке А; В – участок нестабильной поверхности, где клетки активно формируют псевдоподии. Белые треугольники указывают на жгутики хоаноцитов, черные – на бактерии.



Pages:     | 1 | 2 || 4 |
Похожие работы:

«АДАМОВИЧ СЕРГЕЙ НИКОЛАЕВИЧ АТРАНЫ И ИОННЫЕ КОМПЛЕКСЫ В ДИЗАЙНЕ БИОЛОГИЧЕСКИ АКТИВНЫХ СОЕДИНЕНИЙ Специальность 02.00.08 – химия элементоорганических соединений Диссертация на соискание ученой степени до...»

«Минский университет управления УТВЕРЖДАЮ Ректор Минского университета управления _ Н.В. Суша 201 г. Регистрационный № УД-_/р. Основы экологии Учебная программа учреждения высшего образования по учебной дисциплине для специальности: Тран...»

«МОДУЛЬ 1 Урок 41. Экологические факторы и условия среды МаршрУт 1 Прочитайте текст "Среда обитания и условия существования" (Ресурс 1). Ответьте на вопросы задания 1 и запишите ответы в блокнот. Задание 1 • Среда – это:1) всё то, что окружает ор...»

«ферме Сан Себастьяно и производстве оливкового масла Д-р Пьетро Романо является собственником в третьем поколении фермы Сан Себастьяно. Ферма Сан Себастьяно находится в Италии, провинции Калабрия. Начиная с 90-х годов прошлого столетия направлением деятельности фермы...»

«МИНИСТЕРСТВО ОБРАЗОВАНИЯ И НАУКИ РФ Сыктывкарский лесной институт (филиал) федерального государственного бюджетного образовательного учреждения высшего профессионального образования "Санкт-Петербургский государственный лесотехнический университет имени С. М. Кирова" (СЛИ) Кафедра "Общая и прикладная экология" Токсикология Учебно-методичес...»

«Частное учреждение образования "МИНСКИЙ ИНСТИТУТ УПРАВЛЕНИЯ" "Утверждаю" Ректор Минского института управления Н. В. Суша "_" _ 2010 г. Регистрационный номер № УД-/р. Основы экологии, включая энергосбережения У...»

«СОДЕРЖАНИЕ СВИНЦА В МАСЛЯНЫХ КРАСКАХ ДЛЯ БЫТОВОГО ПРИМЕНЕНИЯ В Г. АЛМАТЫ, КАЗАХСТАН октябрь 2016 года Национальный отчет СОДЕРЖАНИЕ СВИНЦА В МАСЛЯНЫХ КРАСКАХ ДЛЯ БЫТОВОГО ПРИМЕНЕНИЯ...»

«Клемешова Кристина Валерьевна АДАПТИВНЫЙ ПОТЕНЦИАЛ АКТИНИДИИ СЛАДКОЙ (Actinidia deliciosa Chevalier) В УСЛОВИЯХ ВЛАЖНЫХ СУБТРОПИКОВ РОССИИ Специальность 03.01.05 – физиология и биохимия растений Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата сельскохозяйственных...»

«ФАНО России Институт фундаментальных Окский экологический фонд проблем биологии РАН Междисциплинарная научно-практическая конференция "Теоретические и практические аспекты функционально...»

«ФИЗИОЛОГИЯ ЧеЛОВеКА HUMAN PHYSIOLOGY УдК 612.821 ББК 28.707.3 ТатьянаВасильевнаЯдрищенская, кандидат биологических наук, доцент, Дальневосточный государственный гуманитарный университет (680000, Росси...»

«ЭКОЛОГИЧЕСКОЕ ВОСПИТАНИЕ ДОШКОЛЬНИКОВ В ДОУ © Гасанкадиева У.Ш. Детский сад общеразвивающего вида "Золотая рыбка" с приоритетным осуществлением деятельности по физическому развитию детей, г. Лянтор Как правильно отмечает И.Д. Зверев, до настоящего времени "нет однозначного и приемлемого определения...»

«РОССИЙСКАЯ АКАДЕМИЯ НАУК КОЛЬСКИЙ НАУЧНЫЙ ЦЕНТР Институт проблем промышленной экологии Севера МИНИСТЕРСТВО ОБРАЗОВАНИЯ И НАУКИ РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ Казанский государственный университет В.А.ЯКОВЛЕВ ПРЕСНОВОДНЫЙ ЗООБЕНТОС СЕВЕРНОЙ ФЕННОСКАНДИИ (РАЗНООБРАЗИЕ, СТРУКТУРА И АНТРОПОГЕН...»

«АКТУАЛЬНЫЕ ВОПРОСЫ ЭКОНОМИЧЕСКИХ НАУК биофабрика" осуществляется подготовка документальной базы для перехода к международным стандартам GMP.7. Диверсификацию продукции за счет организации производства биологических препаратов для медицины, растениеводства и других отраслей народного хозяйства. ФКП "Кур...»

«МИНИСТЕРСТВО СЕЛЬСКОГО ХОЗЯЙСТВА РФ Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего профессионального образования КУБАНСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ АГРАРНЫЙ УНИВЕРСИТЕТ ФАКУЛЬТЕТ ВЕТЕРИНАРНОЙ МЕДИЦИНЫ Рабочая программа дисциплины МИКОЛОГИЯ С МИКОТОКСИКОЛОГИЕЙ Направление подгот...»

«САНКТ-ПЕТЕРБУРГСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТ Назарова Елизавета Петровна Разработка автоматизированного рабочего места для оценки экологической безопасности на базе обеспечения "1С" Магистерская д...»

«ВЕСТНИК УДМУРТСКОГО УНИВЕРСИТЕТА 29 БИОЛОГИЯ. НАУКИ О ЗЕМЛЕ 2012. Вып. 3 Ботанические исследования УДК 581.557.24 В.А. Агафонов, Л.Г. Переведенцева ЭНДОМИКОРИЗА РАСТЕНИЙ РАЗНОТРАВНОГО ЛУГА НАЦИОНАЛЬНОГО ПАРКА АBISKO (Ш...»

«Г. А. ТИХОВ, член-корреспондент Академии наук СССР АСТРОБИОЛОГИЯ ИЗДАТЕЛЬСТВО ЦК ВЛКСМ МОЛОДАЯ ГВАРДИЯ Редактор В. Пекелис Худож. редактор Н. Печникова. Технич. редактор М. Терюшин....»

«Паразиты растений УДК 632.934:1/5.03 К ВОПРОСУ ИЗУЧЕНИЯ ЭПИФИТОТИЙНОЙ ОБСТАНОВКИ НА ПЛОДОВЫХ И ЯГОДНЫХ КУЛЬТУРАХ В ЕВРОПЕЙСКОЙ ЧАСТИ РФ Н.Д. РОМАНЕНКО доктор биологических наук С.Б. ТАБОЛИН кандидат биологичес...»

«ЕФИМОВА Мария Александровна БИОМОРФОЛОГИЧЕСКИЕ ОСОБЕННОСТИ VACCINIUM MYRTILLUS L. И VACCINIUM VITIS-IDAEA L. В ЕСТЕСТВЕННЫХ И АНТРОПОГЕННО НАРУШЕННЫХ ЛЕСНЫХ СООБЩЕСТВАХ КОЛЬСКОГО ПОЛУОСТРОВА 03.00.16 – "Экология" Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидат...»

«Вестник Томского государственного университета. Биология. 2012. № 1 (17). С. 43–51 УДК 581.543:635.92(571.1) Т.И. Фомина Центральный сибирский ботанический сад СО РАН (г. Новосибирск) БИОЛОГИЧЕСКИЕ ОСОБЕННОСТИ ЗИМНЕЗЕЛЕНЫХ ПОЛИКАРПИКОВ В ЛЕСОСТЕПНО...»

«СЕКЦИЯ 5. БИОИНДИКАЦИЯ ТЕХНОГЕНЕЗА 253 Литература Методические рекомендации по геохимической оценке загрязнения 1. территорий городов химическими элементами. – М.: ИМГРЭ, 1982. – 112 с. Трошина Е.Н. Экологи...»

«ИНВАЗИИ ФИТОПАТОГЕННЫХ ГРИБОВ Организмы существует в сообществах, причем экологический состав членов сообществ не соответствует их филогенетической общности. То есть сообщества организмов составлены из филогенетически отдаленных видов. Изучение таких сообществ (видового сос...»








 
2017 www.lib.knigi-x.ru - «Бесплатная электронная библиотека - электронные матриалы»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.