WWW.LIB.KNIGI-X.RU
БЕСПЛАТНАЯ  ИНТЕРНЕТ  БИБЛИОТЕКА - Электронные материалы
 

Pages:     | 1 | 2 || 4 | 5 |   ...   | 7 |

«Авторы монографии – Рощина Виктория Владимировна, доктор биологических наук, ведущий научный сотрудник Федерального Государственного Бюджетного Учреждения Науки ...»

-- [ Страница 3 ] --

Ascensao et al., 1995]. C использованием газовой хроматографии выявлены редкие компоненты смол. В смолистом секрете многоклеточных головчатых железистых волосков Рис 60. Сесквитерпеновые лактоны из железистых волосков подсолнечника [Spring et al., 1989].1) Нивеузин С. 2) 15-гидрокси-З-дегидродезоксифрутицин. 4а) 1-метокси-4,5дегидронивеузин А. 3) Нивеузин В. 4) 4,5-дигидронивеузин А. 5) Агрофиллин А. 6-8) Гермакранолиды.

листьев проростков и цветка подсолнечника Helianthus annuus найдено [Spring et al., 1987;

1989; Gpfert et al., 2005] 6 сесквитерпеновых лактонов (Рис.60): нивеузин С, 15-гидроксиЗ-дегидродезоксифрутицин, невеузин В, 4-5-дегидронивеузин, агрофиллин А и агрофиллин В. На 1 см2 поверхности листа содержалось 1,67 мкг нивеузина и 13,9 мкг 15-гидрокси-Здегидродезоксифрутицина. Сесквитерпеновые лактоны из Helianthus annuus обладают очень сильной антимикробной активностью, действуя на синтез ДНК, РНК и синтез белка.

Состав волосков может служить такcономическим признаком в систематике растений [Gpfert et al., 2005]. Цитологические исследования показывают, что головчатые волоски пыльника подсолнечника выделяют сложный секрет, он флуоресцирует в голубой области спектра благодаря флавоноидам (которые также присутствуют в головке волоска) [Gpfert et al., 2005]. Сесквитерпеновые лактоны кумамбрин А и Б найдены [Kelsey, Shafizaden,1980] в железистых волосках Artemisia nova (Рис. 61) вместе с монотерпенами.

Кроме того, в железах многих представителей сем. Asteraceae (Ambrosia, Artemisia и др.) находят специфические терпеноиды – артабсин, абсинтин, амброзин, кницин и др. (Рис.61).



Часто в составе железистых волосков, кроме сесквитерпеновых лактонов присутствуют и бензофураны, например у рода Pappobolus [Spring et al., 1991].

Состав олеосмолы может изменяться в зависимости от географического положения мест произрастания растения. Подобное явление было обнаружено у сосны Рис. 61. Терпеноиды в железистых волосках Pinus contorta. Поэтому функцию поверхностных смол связывают с экстремальными климатическими условиями [Dell, McComb, 1978a]. Это подтверждается тем, что при переносе растений из экстремальных условий в умеренные (теплицы или вегетационного домика) вновь образованные листья имеют меньше волосков и продуцируют меньше смол.

Физиологическая функция поверхностных смол еще недостаточно выяснена. Возможно, что смолы, растекаясь по поверхности листа или почек, образуют защитную гидрофобную и нелетучую при температуре окружающего воздуха пленку и защищают ткани от экстремальных воздействий [Dell, McComb, 1978b]. Предполагается также, что железистые волоски снижают нагревание листьев, что ведет к уменьшению транспирации и предотвращает угнетение фотосинтеза. Смолы также препятствуют внедрению в лист насекомых, грибов и бактерий.

Кроме выше указанных веществ смол, Джефри [Jeffrее, 1986] сообщил о выделении хвойными растениями семейств Podocarpaceae и Тахасеае, мхами и особенно семейства Polypodiaceae, и многими покрытосеменными гормонов линьки насекомых типа экдизонов — гидроксилированных стеролов, родственных по структуре холестеролу. Это может иметь практическое значение, так как подобные соединения вызывают серьезные нарушения в развитии насекомых. В результате образуются уродливые формы или наступает гибель личинок. Следует отметить, что голосеменные и папоротники, выделяющие экдизоны, почти не подвергаются нападению насекомых [Харборн, 1985].

3.8. СЕКРЕЦИЯ ФЕНОЛОВ Хотя изопреноиды и составляют основные метаболиты трихом цветковых растений, но существуют и другие вторичные соединения, которые присутствуют в железистых волосках некоторых растений.





К их числу относятся фенольные вещества. Информации о них меньше, чем о терпенах, хотя фенолы, возможно, самые обычные компоненты желез [Kelsey et al.,1984]. Бекман с соавт.[Beckman et al., 1972] показали, что из 39 изученных ими видов растений железистые волоски 32 видов обладали способностью синтезировать и запасать фенолы. По мнению Харборна [1985], в трихомах концентрируется около трети общего содержания фенолов в листьях. Общее количество фенолов в волосках определено в ряде работ [Beckman et al., 1972; Salatino et al., 1988a,b; Feucht, Treutter, 1990] и установлено, что оно изменяется в зависимости от вида и рода растений. У древесных пород больше всего флавоноидов содержится в трихомах Acer platanoideis и Prunus subhirtella, среднее содержание - у Р. sargenti и низкое - у Aesculus hippocastanun, Tilia grandiflora [Feucht, Treutter, 1990]. Фенолы находятся в трихомах в виде водорастворимых гликозидов в клеточном соке (см. 1.4), но липофильные их агликоны могут экскретироваться железистыми волосками в составе смолистых и масляных секретов в наружную среду. В этом случае они аккумулируются на поверхности растения в виде Рис. 62. Основные формулы представителей флавоноидов и кумаринов в составе смолистых и эфирномасляных экскретов.

компонентов листовых смол или тонких мелких кристаллов [Wollenweber, 1985].

Флавоноиды (флаван-3-олы и проантоцианидины) играют важную роль в защите растения от вредителей [Feucht, Treutter, 1999]. Метилсалицилат – содержащие секреторные клетки в корнях растений, элементом защиты растения.

Простейшие фенольные соединения С6-фенолы в железистых волосках встречаются редко. Однако в 1986 году появилась работа [Buffey,1986], в которой при исследовании трихом томата Lycopersicon в периплазме найдены катехолы, а в цитоплазме - окисляющие их ферменты. В составе смолистых и масляных растительных экскретов преобладают C6C3-C6 фенолы, а именно флавоноиды разных классов и их гликозидированные производные, в меньшей мере С6-С3 фенолы (кумарины и эфиры кофейной кислоты), C6C2-C6 фенолы (стилбены, антрахиноны). Кроме того, встречаются и терпено-фенолы и их производные (каннабиноиды и др.), а также разнообразные эфиры флавоноидов. Основные формулы представителей флавоноидов и кумаринов даны на Рис.62.

Экссудаты листовых смол отличаются большим разнообразием флавоноидиых Таблица 13. Флавоноидные агликоны, обнаруженные в смолистых эксудатах различных видов рода амброзия Ambrosia [Wollenweber et al., 1987]

–  –  –

агликонов. Например, в составе смол ладанника (Cistus) найдено более 50 различных флавоноидов [Vogt et al., 1987]. Имеется и определенная видовая специфичность состава.

Листья и соцветия некоторых представителей рода - Primula покрыты многочисленными головчатыми многоклеточными железами, на поверхности которых находится эксудативный материал в виде палочко- или иглоподобных кристаллов (мучнистый налет).

Изучение химического состава эксудата примулы показало, что секрет состоит, главным образом, из незамещенных флавонолов. 5- Гидроксифлавон и 2- гидроксифлавон найдены у 18 видов, 5-дигидроксилавон образуют 11 видов примул [Wollenweber, 1985].

Присутствие же 5-гидрокси-6-метоксифлавонов было характерно только для одного вида Primula sinensis. Видовая специфичность состава флавоноидов подтверждается изучением флавоноидных агликонов рода Ambrosia сем. Compositae (тaбл.

13).

В гландулярных волосках в составе смолистого секрета доминируют 6-метокси производные флавоноидов, включая редкие и видоспецифичные продукты, такие как сидеритифлавон, оксиайяпин В. Подобные флавоноиды (Рис.63) обнаружены также в Рис.63. Флавоноиды и кофеаты из Baccharis и Gutierezia. 1) 7-бензоилхризин. 2) 3,5,7тригидрокси-6-метбксифлаванон. 3) тригидроксифлаванон. 4) алнузин. 5) джацеидин. 6) судахитин. 7) фенилэтилкофеат. 8) бензилкофеат.

смоле листьев и стеблей Baccharis bigelovii (сем. Asteraceae) [Arriaga-Giner et al., 1986].

Некоторые другие липофильные фенолы (халконы, фенилэтилкофеат и бензилкофеат) также обнаружены в смоле листа рода Baccharis (B.salicifolia, у B.sarothroides) [Wollenweber et al., 1989a]. Растение Gutierezia sarothrae также имеет смолистые железки, которые экскретируют смолистые вещества, содержащие например у растений рода фиалка Viola [Hayden and Clough, 1990], могут быть также флавоноидные агликоны джацеидин и судахитин (Рис.63) [Hradetzky et al., 1987].

Много флавоноидов находят в экссудатах разных органов растений. В эксудатах Ambrosia deltoides обнаружены главным образом З'-диметоксисудахитин и ксантомикрол и кроме того кумарины скополетин и айяпин, у A. artemisiifolia - кверцетагетиновые производные, а у A.ambrosioides - скутеллареин-6-метиловый эфир (гиспидулин).

Подобные внешние агликоны найдены у многих семейств высших растений. Из видоспецифических халконов в составе экскретов известен неосадуранетин (4'-OМе халкон) [Wollenweber, 1984]. Большое количество флавоноидов (11 % сухого веса) содержат эксудаты папоротников Pityrogramma chrysophylla и P.triangularis, например, галантин (3,5,7-ОН флавонол) и изальпинин (7- OMe флавонол) и др. Обогащены флавоноидными агликонами и экссудаты представителей сем. Boraginaceae [Wollenweber et al., 2002].

В эксcудатах железок Artemisia oliveriana, Pulicaria gnophaloides, Tanacetum polycephalum преобладают 6-метоксилированные флавонолы и флаваны [Wollenweber and Rustaiyan, 1991]. В пельтатных железках листьев мяты Mentha piperita также обнаружены флавоноидные агликоны [Voirin et al., 1993]. Ряд флавоноидов найден в изолированных железистых волосках подсолничника Helianthus annuus [Riesenberg et al., 1987]. Они были обнаружены при добавлении к трихомам гидроокиси калия, который окрашивал волосок в оранжевый цвет за счет флавонолов. Флавоноидные соединения находятся в железистых волосках на обеих поверхностях листа, тогда как халконовые агликоны возможно только в восковом слое листовой кутикулы [Riesenberg et al., 1987]. Видоспецифические флавоноиды диплакон (6-геранил эриодикциол) и дигидрофлавон диплакол найдены в смоле железистых волосков, распространенного в Калифорнии кустарника Diplacus aurantiacus сeм. Scrophulariaceae [Lincoln, 1990, Lincoln, Walla, 1986]. Смола составляет до 30% от сухого веса листа и состоит из диплакона, диплакола и их производных. Экссудат листьев сорного растения Polanisia trachysperma состоящий из терпеновых смол содержит более 12 метилированных флавоноидных агликонов, имеющих 6,8-диметокси замещения [Wollenweber et al., 1989а,b,с]. Еще один класс флавоноидов катехины (флаван-З-олы), например эпикатехин, локализованы в листовых волосках многих древесных растений [Feucht, Treutter,1990].

Богатый материал по экскреции фенолов получен на почках семейства Betulaceae.

Зимние почки деревьев этого семейства покрыты чешуеобразными многоклеточными Рис.64. Клеющие железы (коллеторы) в почечных прилистниках Rhizophora magle L.

(сем. Rhizophoraceae) [Lersten, Curtis, 1974]. 1. Клеющие железы диаметром около 1 мм в основании прилистника, отделенного от почки х 20; 2. Продольный срез клеющей железы х 66; 3. Поперечный срез железы, показывающий внутренюю массу клеток, окруженных паллисадно-подобным секреторным эпидермисом. Стрелка указывает на кутикулу, которая отходит от оболочки клеток под давлением смолоподобного секрета.

железистыми волосками и выделяют вязкий липофильный секрет, содержащий фенольные производные [Asakawa et al., 1977]. У представителей сем. Betulaceae, Hippocastanaceae, Rizopharaceae и др. имеются клейкие железистые ворсинки - коллетеры (colleters) (Рис.64), находящиеся на кроющих чешуях почек или у основания прилистников, покрывающих молодые побеги [Lersten, Curtis, 1974]. Аналогичные структуры найдены и в семействе Orchidaceae, например у Rodriguezia venusta [Leito and Cortelazzo, 2008]. В составе секрета клеющих желез-коллеторов также много фенольных соединений [Thomas, 1991].

Интересно, что пчелиный клей - прополис смолистое вещество, смешанное с воском, которое собирают пчелы с почек, содержит такие же флавоноиды, как почечный эксудат [Wollenweber et al., 1987]. Газо-жидкостный хроматографический анализ [Greenaway et al., 1987] эксудата почек и прополиса показал, что экссудаты почек тополя служат первичным строительным материалом для создания пчелами прополиса. Большая часть тополиного экссудата включается в прополис без изменения, в том числе флавоноидные агликоны.

Помимо них в прополисе обнаруживаются циннамовая и бензойная кислоты и их производные.

Исследования почек из рода Alnus показало, что в молодых железистых клетках эндоплазматический ретикулюм слабо развит. Однако с началом экскреторной фазы он увеличивается, появляется трубчатая агранулярная структура. Это изменение тесно

–  –  –

Четкие межвидовые отличия наблюдаются в составе фенолов выделений почек древесных растений (Табл. 14). У разных видов тополей преобладают разные виды флавоноидов. В настоящее время из смолистых эксудатов почек тополей выделено и охарактеризовано более 30 различных флавоноидов, среди них хризин (5,7-ОН флавон), галангин (3,5,7-ОН флавонол), пиноцембрин (5,7-ОН флавонон) найдены во многих видах [Wollenweber, 1984]. Из редких веществ обнаружены некоторые метильные производные эпигенина, кэмпферола и кверцетина, 2 халкона и флавон с гидроксильной группой. Эти флавоноиды встречаются у разных видов тополей с вариациями в их количестве.

Флавоноиды характерны преимущественно для Populus deltoides, тогда как для Populus balsamifera- дигидрохалконы (Табл. 14). В отличие от других видов рода Populus липофильный экскрет зимних почек Populus lasiocarpa не содержал флавоноидных агликонов [Asakawa, Wollenweber, 1976]. В экссудатах почек Populus euphratica Oliv.

найдено 59 компонентов и среди них 37 фенолы, в основном производные фенилпропеновых кислот и их глицериновые эфиры, а флавоноиды также отсутствовали [Greenaway et al., 1991]. В эксудате почек Populus euphratica среди производных (около 1% каждого вида) фенилпропеновых кислот и их глицериновых эфиров найдено большое количество феруловой кислоты (до 25 %). Сверх того присутствуют кумаровая кислота (до 13,8%), бензойная кислота, ванилин, сиреневый альдегид, ванилиновая кислота, салицин (1%), эфиры феруловой и кофейной кисллот [Greenaway et al., 1991]. У Populus ciliata из 52 компонентов эксудата почек 38 включают эфиры кофейной и ацетилоксикофейной кислоты [Greenaway, Whatley 1991, тогда как y Populus nigra L. также есть эфиры изоферуловой кислоты, образуемые с ароматическими и алифатическими спиртами [Greenaway et al., 1988а] и эфиры кофейной кислоты с алифатическими спиртами [Greenaway et al., 1988b].

Фенольные соединения часто обнаруживают в выделениях корней, чему посвящена специальная литература, поскольку обсуждается их роль в аллелопатических взаимоотношений растений в фитоценозе [Гродзинский, 1965; 1989; Иванов, 1973; Мороз, 1984]. Сиреневая, ванилиновая, коричная (циннамовая), кумаровая кислоты и производные бензойной кислоты обнаружены в корневых экссудатах Arabidopsis thaliana [Walker et al., 2003].

В железистых волосках имеются и видоспецифические фенолы (Рис.65). По данным Волленвебера [Wollenweber, 1984] выделение редко встречающихся флавоноидов наблюдается у родов Artemisia, Brickellia, Eupatorium, Haplopappus, Beyeria, Flourensia, Ericameria, Encelia, Gerea. Часто названия фенолов обусловлены родом или видом растения, которые их экскретируют алнустон из Alnus, колеон из Coleus и др. Примером таких фенольных соединений является и госсипол, который содержится в пигментированных железах и обусловливает токсичность хлопчатника [Bell et al., 1987].

Лизигенные пигментированные железы расположены на листьях и стеблях. Токсичность почек и семян также связана с присутствием в этих органах госсипола. В листовых железах и секреторных протоках зверобоя Hypericum (ceм. Clusiaceae/Hypericaceae) обнаружен гиперицин - фотосенсибилизирующее производное антрахинона, который вызывает токсикоз животных в виде фотодермита [Mathis, Ourisson, 1959]. Нафтохиноны плюмбагин, дрозерон и др. характерны для секретов насекомоядных видов рода Drosera [Finnie and van Staden, 1993].

Рис. 65. Таксон-специфические фенольные соединения, встречающиеся в секретах железистых волосков растений. 1. Нордигидроквариаретовая кислота из Larrea. 2.

Стилбены из Alnus (R1 = H, R2 = H, R1 = OH, R2 = OH, R1 = OCH3, R2 = OH, R1 = OCH3, R2 = OCH3). 3. Алнустон из Alnus. 4. Примин из Primula. 5. Маргаспидин из Drypteris. 6.

Колеон из Coleus. 7. Гемигоссипол из Gossypium. 8. Госсипол из Gossypium.9.

Гиперицин из Hypericum. 10. 9 – Тетрагидроканнабинол из Cannabis. 11. Каннабидиол из Cannabis.

Другим примером высокой специфичности секретируемых соединений являются каннабиноиды терпенофенольные соединения [Turnel et al., 1978], которые выделяются гландулярными трихомами конопли Cannabis sativa (Рис.66).

Рис.66. Железистые волоски конопли Cannabis sativa L. Под сканирующим электронным микроскопом [Mahlberg et al., 1984] 1-молодые (3 мм длины) прицветники женского цветка, обильно покрытые железистыми и не железистыми трихомами х 35. 2-зрелый прицветник с головчатыми железистыми волосками. 3-головчатые железы на ножке х 810. 4-сидячие головчатые железы х 810.

Среди каннабиноидов распространены 2 соединения: 9-тетрагидроканнабинол и каннабидиол (cм. Рис.65). Количество каннабиноидов в железах конопли изменяется с возрастом, падая с 57 нг на железу у созревшей гланды до 35 - у старой и 9 у опавших органов [Mahlberg et al. 1984]. Имеет значение и тип желез. Если железа на ножке у прицветника, то основное количество главного каннабиноида 9-тетрагидроканнабинола сосредоточено в гланде и чем она ближе к жилке, тем больше в ней его содержание. У сидячих желез листа этот компонент практически отсутствует. В содержании каннабидиола между железами на ножке и сидячими железами также наблюдаются различия. У первых, характерных для прицветников, его в 7 раз больше, чем у сидячих гланд. В синтезе каннабиноидов, как полагают [Mahlberg et аl.,1984] принимают участие пластиды. Каннабиноиды обладают наркотическим действием, наиболее ядовит 9тетрагидроканнабинол. Это соединение является токсином для большинства насекомых, кормящихся на растении.

Новым направлением исследований являются эксперименты с изолированными секреторными структурами. Изолированные гландулярные клетки стеблей Lysimachia fordiana Oliver содержат хиноновые пигменты фордианины А и В, фордианахиноны А и В (Рис. 67), что определено методами высокоэффективной газо-жидкостной хроматографии в сочетании с масс-спектрометрией [Huang et al., 2009]. Железки интактного листа Lysimachia nummularia обычно красного цвета (Рис. 67).

Рис. 67. Фенольные соединения из стеблей Lysimachia fordiana Oliver [Huang et al., 2009] и красные железки на листе Lysimachia nummularia под обычным (1) и люминесцентным (2) микроскопом [Рощина, неопубликованные данные].

В железистых волосках синтезируется довольно много соединений, содержащих один или более фенольных остатков. Однако все они, за исключением флавоноидов, образуются из общего биосинтетического предшественника фенилаланина или его — непосредственного предшественника шикимовой кислоты. В биосинтезе флавоноидов два ароматических кольца образуются различными путями (Рис. 68). Основное бензольное кольцо А образуется из ацетата, а в синтезе конденсированного кольца В исходным метаболитом также является шикимат или фенилаланин, образуемый при каталитическом расщеплении белков.

Маргна [1980] рассматривает биосинтез флавоноидов и других фенилпропаноидов как механизм отведения из среды активного метаболизма ненужных остатков дезаминированного фенилаланина. Таково главное назначение этого процесса и лишь во вторую очередь — для образования веществ специфической структуры, которые могут обладать физиологической активностью. Фенольные соединения, освобождающиеся при

Рис.68.Биосинтез флавоноидов. Адаптировано по [Dell and McComb., 1978 a].

повреждении трихом, могут играть роль детеррентов и обеспечивать невосприимчивость растений к бактериальной или грибной инфекции [Харборн, 1985]. Полагают, что экскреторные соединения могут действовать в качестве аллелопатических агентов. Они могут быть аутотоксичны или воздействовать на соседние растения [Гродзинский, 1965].

Находясь в выделениях железистых волосков некоторых растений, например Lycopersicon escutentum, катехолы, рутин, кофейная и хлорогеновая кислоты являются защитными от насекомых соединениями [Duffey, 1986].

3.9. СЕКРЕЦИЯ АЛКАЛОИДОВ Исследования, проведенные с помощью электронной микроскопии, показали, что алкалоиды содержатся в активно растущих тканях, меристемах, инициальных клетках флоэмы и ксилемы, и в эпидермальных клетках листьев и стеблей [Neumann, 1985; Frohne and Pfnder, 2005; Nelson et al., 2007; Cordel Ed., 2011]. Алкалоиды обычно накапливаются в клеточном соке растений (см. 1.4), где образуют соли с определенными органическими кислотами, такими, как троповая, атроповая и тигликовая кислоты, или этерифицируются спиртами (тропин, нортропин, скопин) [Levitt, Lovett, 1985]. В ряде случаев алкалоиды аккумулируются в железистых волосках и выделяются из них в окружающее пространство [Frohne and Pfnder, 2005].

Сведения о секреции алкалоидов железистыми волосками картофеля Solanum tuberosum, табака Nicotina tabacum, полыни Artemisia absinthium содержатся в обзорных статьях [Levitt, Lovett, 1985; Neumann, 1985; Zador, Jones, 1986; Schilmiller et al., 2008].

Лучше других изучена секреция алкалоидов у Nicotiana stocktonic, в листьях которых были обнаружены никотин, норникотин (Рис.69) и оксиацилнорникотин [Zador, Jones, 1986].

Причем два первых Рис. 69. Алкалоиды железистых волосков. 1 — никотин, 2 — норникотин, 3 — томатидин (ликоперсицин) соединения найдены только в трихомах. С помощью меченных 2-14С никотина и норникотина было показано, что никотин образуется в корнях и листьях растения, затем превращается в норникотин, который метаболизируется в трихомах в быстро секретируемый N-оксиацилнорникотин. У некоторых видов табака найден фермент синтеза этого соединения -N-ацетилтрансфераза, которая локализована в листовых трихомах [Huesing et al., 1989]. Экскретируя алкалоиды, растение защищается от насекомых. Состав защитных алкалоидов у разных видов дикого табака и культурного значительно отличается. N-ацилнорникотин содержится в листовых трихомах диких видов табака Nicotiana repanda, N.stocktonii, N. mesophila, а у культурных видов его нет совсем или очень мало [Huesing et al., 1989]. Присутствие алкалоидов зафиксировано в трихомах и некоторых других видов растений. В хмеле обыкновенном Humulus lupulus (сем.

Cannabiaceae) на кроющих чешуйках, прицветниках и околоцветнике имеются золотистожелтые железки, которые содержат алкалоид лупинин [Яценко-Хмелевский, 1980].

Алкалоиды горденин и скополамин, а также бензиламин -гликозинолатное производное обнаружены в трихомах томатов Lycopersicon [Lovett, 1987]. В смеси с эфирными маслами в железистых волосках некоторых видов Solanum находятся стероидные алкалоиды [Fahn, 1979].

В плодах Capsicum annuum алкалоид капсаицин (Рис.70), обусловливающий их жгучий вкус, локализуется, главным образом, в эпидермальных железистых образованиях на семяносцах и находится там в смеси Рис.70. Алкалоиды, выделяемые секреторными клетками.

с эфирными маслами [Fujiwake et al., 1980; Никитин, Панкова, 1982; Zamski et al., 1987].

Под ультрафиолетовым светом люминесцентного микроскопа капсаицин в эпидермальных клетках плаценты плода флуоресцирует в виде отдельных гранул в везикулах или вакуолярных структурах [Suzuki et al., 1980]. Примером нежелезистой экскреции алкалоидов растениями является выделение берберина (Рис. 70) в окружающую среду Рис. 71. Флуоресценция алкалоидов, выделяемоых кончиком корня руты Ruta graveolens [Roshchina, 2008]. В спектрах желто-оранжевой флуоресценции виден максимум 590 нм.

клетками суспензионной ткани василистника Thalictrum minus [Tabata et al., 1987].

Способность синтезировать берберин специфична для данного вида растения и является активным процессом. Как было установлено, секреция – температурозависимый процесс и подавляется ингибитором протоплазматической мембраносвязанной АТФазы ваданатом [Tabata et al., 1987].

Весьма наглядно выглядит под люминесцентным микроскопом (Рис.71) выделение алкалоидов кончиком корня руты Ruta graveolens [Roshchina, 2005a; 2008]. В спектрах желто-оранжевой флуоресценции кончика корня виден максимум 590-596 нм, характерный для акридоновых алкалоидов (Рис.71). Среди выделяемых продуктов преобладает алкалоид рутакридон [Aliotta and Cafiero, 1999; Kuzovkina et al., 2004].

Синтез многих алкалоидов происходит как в хлоропластах [Wink, 1985; 1998; (Ed) 2010; Roberts et al., 2010], так и в цитоплазме [Deus-Neuman, 1984; Roberts et al., 2010].

Индольные алкалоиды образуются в хлоропластах. Например, установлено, что ряд ферментов синтеза виндолина локализован в хлоропластах листьев Catharanthus roseus, и связан с тилакоидами [Dе Luca, Cutler, 1987]. Общий механизм образования алкалоидов заключается в реакции Манниха, при которой происходит взаимодействие амина с альдегидом и карбаионом, в результате чего образуется Шиффово основание, преобразующееся в алкалоид [Waller and Nowacki, 1978; Гудвин, Мерсер, 1986, Mntz, 1984]. Предшественниками многих аминов служат аминокислоты, например, для синтеза алкалоида лупинина - лизин, для никотина - аспарагин и т.д.

Экскреция алкалоидов растениями может иметь значение как одна из форм удаления избытка токсичных азотистых веществ- продуктов обмена. Кроме того, общеизвестна функция секретируемых алкалоидов как репеллентов и аттрактантов. Экскреция алкалоидов важна для защиты растений от атаки насекомых. Многие растения семейства Solanaceae секретируют через трихомы вещества, обладающие инсектицидным действием.

К их числу относится и N -оксиацилнорникотин и томатин - стероидный алкалоид из томатов Lyсopersicon esculentum [Duffey, 1986], N-ацил норникотин и другие его производные из Nicotiana repanda [Laue et al., 2000] и другиз видов этого рода [Gorrod J.W.

and Wahren J. (Eds), 1993].

3.10. СЕКРЕЦИЯ АМИНОВ Амины выделяются как специализированными структурами, такими как стрекательные волоски, поверхностью тканей корня, поверхностью вегетативных (споровых растений) и генеративных (пыльца семенных растений) микроспор. Примеры некоторых из них приведены на Рис. 72. Особенно интересно, что среди этих соединений присутствуют Рис.72. Амины растительных выделений ацетилхолин, катехоламины (в том числе дофамин, норадреналин), гистамин и серотонин, известные как нейротрансмиттеры для животных организмов, обладающих нервной системой [Рощина, 1991a; 1991б; Roshchina, 2001; 2010]. Стрекательные волоски встречаются у представителей четырех семейств двудольных растений: Urticaceae, Euphorbiaceae, Loasaceae, Hydrophyllaceae [MacFarlane, 1963; Levin, 1973; Lookado and Pollard, 1991]. По своей структуре они являются эмергенцами, так как в их образовании принимают участие не только эпидермальные, но и более глубоко расположенные клетки (Рис.73). Жгучие эмергенцы описаны рядом авторов [Эсау, 1969; Thurnston,1974; Fahn, 1979; Ахалкаци, Васильев, 1984]. У крапивы Urtica dioica стрекательные волоски длиной 2 мм покрывают всю надземную поверхность растения, ось соцветия и абоксиальную сторону околоцветника. На 1 мг биомассы приходится до 100 стрекательных волосков.

Эмергенцы (Рис.73, 1) состоят из крупной бутылковидной жгучей клетки эпидермального происхождения и много численных клеток субэпидермального слоя, обертывающих ее нижнюю часть. Жгучая клетка имеет сложное строение. Оболочка ее инкрустирована кремнеземными тельцами (особенно много их на верхушке волоска, как показано на Рис.73, 2 и 3) состоят из крупной бутылковидной жгучей клетки эпидермального происхождения, протопласт содержит центральную вакуоль, пересекаемую многочисленными цитоплазматическими тяжами, и крупное ядро. Преобладающими компонентами цитоплазмы являются эндоплазматический ретикулюм, многочисленные митохондрии и лейкопласты [Ахалкаци, Васильев, 1984]. Клетки, прилегающие к Рис. 73. Стрекательные волоски. 1. Типы стрекательных волосков [Fahn, 1979]. а —г - у крапивы Urtica dioica, а, б - поверхность волоска в световом микроскопе при разном фокусе объектива, в - интактная верхушка волоска, г - верхняя часть того же волоска после удаления утолщенной верхушки, д- продольный разрез волоска Dalechampia roezliana. Кристалл отмечен черным. 2. Изображение стрекательного волоска крапивы, полученное методом оптической когерентной микроскопии (адаптировано по [Roshchina et al., 2007]. 3. Электронная микроскопия такого же волоска [Buvat, 1989].

основанию стрекательного волоска, богаты цитоплазмой и содержат хлоропласты. В целом их структура имеет черты сходства с другими секретирующими клетками.

Состав секрета довольно сложен. В нем найдены биогенные амины серотонин (5гидрокситриптамин) и гистамин, а также триметил-замещенный амин - холиновый эфир ацетплхолин [Emmelin, Feldberg, 1947; 1949; Collier, Chesher, 1956 и др.]. Кроме того, некоторые стрекательные клетки содержат муравьиную кислоту. Впервые ацетилхолин и гистамин в жгучих волосках листьев и стеблей крапивы обнаружили Эммелин и Фельдберг [Emmelin, Feldberg, 1947]. В трихомах Urtica urens концентрация этих веществ была измерена. Ацетилхолин составляет 0,018-0,027 мг/г сырой массы и находится на таком же высоком уровне, что и у животных в нервных клетках [Emmelin, Feldberg, 1947; Fluck and Jaffe, 1976], а гистамин достигает концентрации 20-143,5 мг/г сырой массы [Emmelin, Feldberg, 1947, Saxena et al., 1965]. В стрекательных волосках Urtica dioica обнаружено серотонина от 3 до 5 мг/г сырой массы [Соlliеr, Chesher,1956]. Гистамин серотонин, ацетилхолин найдены не только у разных видов крапивы, но и у других родов семейства Urticaceae - в стрекательных волосках гималайского растения Girardinia heterophylla [Saxena et al., 1966], австралийского вида Laportea moroides [Robertson, Mcfarlane,1957], где концентрация достигает 0,2 мг/г сырой массы. Кроме того, гистамин в довольно высокой концентрации (до 1,25 мкг на одну иглу) и серотонин (620-1250 мкг/г сырой массы) присутствует в жгучих волосках листьев южно-американского растения Jatropha urens, принадлежащего к семейству Euphorbiaceае [Villalobos et al., 1974]. Серотонин найден и в волосках плодов бобового растения Mucuna pruriens. Именно ацетилхолин серотонин и гистамин вызывают ожог кожи животных или человека при попадании на них секрета жгучих волосков, что вызывает болевую реакцию при соприкосновении с листьями этих растений.

Таким образом, в жгучих волосках эмергенцев содержатся три азот-содержащие вещества, которые в животных клетках выполняют фуикцию медиаторов, то есть участвуют в переносе возбуждения в виде химического сигнала от клетки к клетке. Более подробные сведения о концентрации и механизмах действия этих соединений в растениях описаны в специальных монографиях [Рощина,1991; Roshchina, 2001a]. Процессы синтеза секрета происходят в самих стрекательных клетках, и он аккумулируется в вакуолях и полостях эндоплазматического ретикулюма [Fahn, 1979]. Синтез ацетилхолина (Рис.74)

Рис. 74. Схема биосинтеза аминов, обнаруженных в стрекательных волосках крапивы

осуществляется с участием фермента холинацетилтрансферазы из предшественников — ацетил- СоА и холина. Скорость процесса у Urtica dioica составляет 1 нмоль мин-1, или 1,067 мкмоль. мин-1 мг-1 белка [Smallman, Maneckjee, 1981]. Гистамин образуется путем декарбоксилирования аминокислоты гистидина, которое осуществляется гистидиндекарбоксилазой [Roshchina, 2001a]. Образование серотонина включает в себя два этапа: гидроксилирование триптофана с образованием и 5-гидрокситриптофана декарбоксилирование его при участии ферментов триптофангидроксилазы и триптофандекарбоксилазы [Roshchina, 2001a]. Образование аминов из аминокислот — явление, свойственное не исключительно жалящим эмергенцам. Этот процесс играет важную роль в азотном обмене растительных организмов, и амины найдены в составе многих растений, например, в белене Hyoscyamus, белладонне Atropa belladonna, дурмане Datura stramonium, томатах Solanum lycopersicum и шпинате Spinacia oleracea [Кретович, 1971]. Серотонин обнаружен [Regula, 1986] в зародышах Juglans nigra, где его содержание составляет 180 мг/г сырой массы.

Образующиеся амины не всегда являются конечными продуктами обмена, как это, по-видимому, имеет место в стрекательных волосках. Амины могут снова вовлекаться в обмен и использоваться в качестве строительного материала при синтезе различных азотистых соединений. Особенно легко они используются для синтеза алкалоидов [Кретович, 1971]. Что касается физиологического назначения стрекательных волосков, то оно, как полагают, состоит в отпугивании травоядных животных путем впрыскивания под кожу аминов. Механизм этого действия зависит от структуры жалящей клетки [Fahn, 1979]. Например, стрекательный волосок Urtica dioica имеет утолщенную верхушку, которая легко удаляется при контакте с каким-либо предметом и открывает жалящий конец. Острые края, остающиеся после отделения головки, легко прокалывают кожу, и содержимое волоска изливается в ранку. Стрекательная клетка Dalechampia roezliana в апикальной части трихома имеет кристалл, который при соприкосновении с животными выходит из клетки и прокалывает кожу. Токсины стрекательного волоска при этом впрыскиваются в ткани животного и вызывают ожог. У тропических представителей семейства Urticaceae, особенно лапортеи Laportea urentissima, жалящее действие стрекательных волосков особенно болезненно и вызывает даже обмороки [Robertson, Mcfarlane,1957]. Гипотеза о защитном действии жгучих волосков по отношению к растительноядным млекопитающим была экспериментально доказана только в 1984 г.

[Pollard, Briggs, 1984].

Выделение ацетилхолина или фермента его гидролиза холинэстеразы (маркера присутствия ацетилхолина) осуществляется и поверхностью корней и поверхностью пыльцы [Roshchina, 2001a; Roshchina, 2010]. Катехоламины и серотонин обнаруживаются по флуоресценции после обработки глиоксалевой кислотой в выделениях пыльцы гиппеаструма Hippeastrum hybridum [Roshchina, 2001a]. Предполагается, что они участвуют в процессах хемосигнализации между организмами в биоценозе [Roshchina and Melnikova, 1998]. Очень большое количество дофамина (до 4,4 % сухой массы) выделяется тихоокеанской водорослью Ulvaria obscura [van Alstyn et al., 2006]. Этот катехоламин окисляется, превращаясь в токсичный красный пигмент дофахром, тем самым водоросль защищается от поедания морскими организмами. Есть данные, что стрекательные волоски Cnidoscolus texanus (сем. Euphorbiaceae) содержат серотонин, который тоже участвует в защите растения от поедания животными [Lookado, Pollard, 1991].

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Внешняя секреция осуществляется железками и железистыми волосками разной степени сложности [Lttge, 1971]. В них происходит биосинтез продуктов секреции и функционирует механизм удаления секрета из клеток. Значение этих структур велико в качестве механизма защиты растения от насекомых и паразитов [Stipanovic, 1983], так и для привлечения опылителей [Dobson, 2006]. Структуры железистых клеток мало отличаются друг от друга. Все железистые клетки невелики, ядра их крупные, цитоплазма кажется плотной. Для функционирующих желез характерно увеличение числа, размеров и активности органелл, среди которых наибольшее значение имеют ядра, диктиосомы, митохондрии, пластиды, большая поверхность плазмалеммы. Характерны многочисленные плазмодесмы, связывающие железистые клетки друг с другом и окружающими паренхимными клетками.

Синтез секрета и его выделение являются активными процессами, требующими значительных затрат энергии. В основном такая потребность удовлетворяется за счет АТР, образуемой в процессе окислительного фосфорилирования. Секреция через гидатоды протекает по экриновому типу, тогда как в нектарниках — по гранулокриновому. В ходе эволюции, вероятно, гидатоды предшествовали секреторным железкам [Belin-Depoux, 1987]. Количество и состав выделяемого секрета, куда входят основные продукты метаболизма — белки, углеводы, жиры — и вещества вторичного обмена — терпены, эфирные масла, алкалоиды и др., а также вода и соли, определяются систематическим положением растений в растительном царстве.

В литературе не раз делались попытки связать анатомо-морфологичес-кие особенности строения секреторных структур, химической природы их секретов с систематическим положением растений [Seaman, 1982]. Имеющиеся сведения позволяют выявить определенные закономерности, хотя мы ни в коей мере не считаем их абсолютными. Речь может идти только о тенденции.

Высокое содержание пахучих эфирных масел характерно для железистых волосков растений семейств Labiatae и Compositae, а также для осмофоров растений из семейств Orchidaceae и др. Причем присутствие среди этих секретов некоторых производных терпенов — изопреноидных спиртов или терпенофенолов — может являться родовым признаком, например, ментол, составляющий до 70% общего эфирного масла у рода Mentha, ланолоол у цветков Convallaria majalis, цитронеллол с запахом розы у рода Rosa и др. [Кретович, 1971], каннабидиол и каннабинол у рода Cannabis [Kelsey et al., 1984;

Vogelmann et al., 1987]. Алкалоиды распространены как компоненты секретов железистых волосков растений семейства Solanaceae. Здесь также есть специфические для рода и даже вида связи с химической природой алкалоида, например атропин — для рода Atropa, никотин и в меньшем количестве норникотин и анабазин — для родов Nicotiana и Petunia, папаверин — для рода Papaver и др.

Это обеспечивает устойчивость данных растений к повреждению насекомыми [Kelsey et al., 1984]. Некоторые закономерности есть и в том, что летучие терпены преобладают в железистых волосках у семейства Liliaceae и чешуйках Lauraceae, а также в осмофорах Orchidaceae, Araceae и др. Здесь тоже есть родоспецифические вещества, например камфора у рода Cinnamonum. Фенольные соединения — гликозиды специфической структуры — характерны для семейства Salicaceae. Границы связей химической природы секрета с систематическим положением растений в остальных случаях более размыты и часто определяются многокомпонентностью и малой изученностью секрета. Следует, однако, отметить и примеры крайней специализации. Это- в первую очередь стрекательные волоски растений семейства Urticaceae, содержащие в составе секрета большое количество биомедиатора — ацетилхолина, присутствующего и в животных тканях. Примером другого вида специализации является семейство Droseraсеае, чьи железки выделяют пищеварительные протеолитические ферменты.

Значение секреции для растения многообразно и носит приспособительный характер.

Важнейшими из них являются:

1) освобождение от избытка воды в условиях влажного климата (гидатоды) или солей в условиях засоления (солевые железы);

2) привлечение насекомых и стимуляция прорастания пыльцы или, наоборот, отпугивание насекомых и травоядных животных;

3) защита от потери влаги и внедрения в ткани патогенов (смоляные железки);

4) отпугивание или привлечение насекомых и травоядных животных

5) аттрактанты или репелленты (эфиромасличные железы, смоляные и другие железки);

6) защитное действие от поражения грибной и бактериальной инфекции Глава 4. ГАЗОЭКСКРЕЦИЯ В газообразной форме из растений выделяются как органические, так и неорганические продукты, многие из которых обладают биологической активностью [Teranishi and Kint, 1993]. Они оказывают заметное влияние на биосферу в целом [Harley et al., 2007; Arneth et al., 2007; Noe et al., 2008]. Летучие метаболиты (терпены, в основном) древесных растений выделяются в атмосферу в больших количествах, и, например, для Среднего Урала их количество может достигать от 105 до 1720 кг на 1 га [Крючков, Озорина. 1992]. Сложным вопросом является выделение метана растениями. Одни исследователи представляют данные, полученные на травянистых растениях [Keppler et al., 2006; Wang et al.,2008; Nisbet et al., 2009], и связывают это с биосинтезом газа, тогда как другие, например выделение его древесными растениями определяют преимущественно с деятельностью метанообразующих микроорганизмов [Мухин, Воронин, 2011].

Выделение углекислого газа и кислорода как обычных конечных продуктов соответственно дыхания и фотосинтеза рассмотрено во многих литературных источниках, поэтому в данной главе эти соединения специально как газоэкскреты не рассматриваются.

В то же время в связи с климатической проблемой следует отметить, что повышение концентрации СО2 в атмосфере оказывает заметное влияние на развитие растительных организмов, в частности стимулирует рост растений и в конечном итоге увеличивает урожай [Culotta, 1995]. Прежде всего, механизм его действия проявляется через усиление фотосинтеза [Govindjee and van Rensen, 1978; Larigauderie et al., 1986], а также регуляции активности ферментов [Havir and McHale, 1989]. Снижение же уровня кислорода, выделяемого растительностью в атмосферу, ведет к развитию анаэробных процессов и угнетает рост.

В данной главе основное внимание уделяется выделению газообразных экскретов растениями в обычных условиях, хотя часть летучих соединений выделяется и при повреждении клеток, что связано со стрессовым состоянием растений (см. главу 6). Ниже будут рассмотрены пути выделения газов и значение газоэкскреции в целом.

4.1. ПУТИ ВЫДЕЛЕНИЯ ГАЗОВ.

Органические легколетучие вещества, выделенные железистыми волосками или другими секреторными структурами, удаляются с поверхности листьев вследствие испарения. Из внутренних тканей летучие вещества выделяются двумя путями: через устьица или кутикулу эпидермиса. Фактически функционируют оба пути. Используя в качестве смазочного материала пластилин, Г. А. Санадзе [1961а] установил, что выделение газообразных веществ совершается, главным образом, через устьица. Это же было подтверждено опытами других авторов [Barmore, Briggs, 1972; Niinemets et al., 2002 a, b;

Niinemets and Reichstein, 2003]. В опытах Бармора и Бригса [Barmore, Briggs, 1972] диффузия этилена из листьев апельсина Citrus sinensis происходила через нижний эпидермис листа, в котором располагаются устьица. Для неорганических газов проникновение через кутикулу также имеет лишь второстепенное значение и в основном совершается через устьица. Е. Рабинович [1953] приводит данные, согласно которым скорость проникновения двуокиси углерода через кутикулу составляет 6-10-8 моль/см2.ч.

Тот же газ может проходить через устьица в 100 раз быстрее (примерно 5 x 10-6 моль/см2.

ч). Движение выделяющихся через устьица веществ, как полагают, осуществляется путем свободного диффузионного перемещения [Ting, Loomis, 1965]. Существенная роль некоторыми исследователями отводится и адсорбционным явлениям. В. А. Горбавцов [1970] рассматривает лист как капиллярно-пористую систему, передвижение веществ из которой осуществляется главным образом не в газовой фазе, а в адсорбированных слоях на поверхности устьичных пор. Поток веществ через устьица описывается им как сумма потоков в газовой и адсорбированных фазах. При газообмене листа с окружающей средой существенное значение, по-видимому, имеют органические летучие соединения, которые при адсорбции на кутикулярной поверхности могут влиять на степень ее гидрофобности, следовательно, на движение веществ в адсорбированных слоях [Горбавцов, 1970].

На выделение внутренних газов существенное влияние оказывают пары эфирных масел (Polova, Vicherkova, 1986]. Эффект зависит от концентрации паров и от происхождения масла. Например, был установлен следующий ряд эфирных масел по возрастающей активности для Phaseolus vulgaris эвкалиптовое, лавандовое, гвоздичное, тминное и мятное. В зависимости от концентрации эфирные масла стимулировали или подавляли транспирацию. Одним из механизмов подавления транспирации высокими концентрациями эфирных масел, как полагают [Polova, Vicherkova, 1986], является закрывание устьиц. Хотя движение газов через устьичные щели является основным для веществ с высокой лиофильностью, путь проникновения через кутикулу также является весьма существенным. Поскольку кутикула на верхней стороне листа толще, чем на нижней, то нижняя сторона листа более проницаема. Обнаружено [Miller, 1985], что в кутикуле листа широко распространены поры и каналы, от которых также зависит проникновение различного рода метаболитов через кутикулу.

Поры и каналы оказались характерными для листьев 27 видов семейства Agavaceae, Amaryllidaceae, Asclepidaceae, Bromeliaceae, Caryophyllaceae, Ericaceae, Liliaceae, Myrtaceae, Palmae, Pinaceae и для стеблей Euphorbia antisyphilitica. Отсутствие пор и каналов показано для листьев Dudleya sp., Crassula sp. (Crassulaceae), Brassica oleracea (Cruciferae), Aloe barbadensis, Tulipa gesneriana (Liliaceae) и Ficus elastica (Moraceae). Выделение газов возможно через чечевички, располагающиеся на одревесневших побегах. Т. В. Чиркова и Т. С. Гутман [1972] обнаружили, что, если корни растений находятся в анаэробных условиях (например, при затоплении), то через чечевички выделяются пары этилового спирта, ацетальдегида и этилена. Выделительная функция рассматривается, таким образом, как приспособительная и заключается в освобождении растения от отравляющих продуктов метаболизма.

Поскольку оболочки клеток являются местом образования водяного пара и, кроме того, на их поверхности могут сосредоточиваться вещества различной химической природы, то можно полагать, что эти вещества мигрируют в атмосферу одновременно с водяным паром. Показано, что выделяющиеся из растения пары воды содержат ионно-солевые частицы. В конденсатах транспирационной воды, собранных в природных условиях с древесных растений, в следовых количествах обнаружены аммоний, нитратный азот, фосфор [Губарева, 1962; Новицкая, 1966; Немерюк, 1970] аммоний, нитратный азот, фосфор [Губарева,1962;Новицкая,1966]. В транспирационной воде ряда сельскохозяйственных растений Avena sativa, Zea mays, Triticum vutgare, Solanum tuberosum найдены катионы Ca2+, Mg2+, NH4+, К+ и Na+ и анионы Cl-, SО2-4, НСО-3 [Немерюк, 1970].

Общее содержание ионов в транспирационных конденсатах колеблется от 7,93 до 19,72 мг. л-1, а в ночное время - от 3, 87 до 6,69 мг. л-1 [Немерюк, 1970]. Соотношение ионов в конденсатах зависит как от вида растения, так и его местообитания. Это иллюстрируют данные, полученные А.А. Казаровым и Л.С. Плиевой [1989]. У растений полузасушливой зоны соотношение между концентрациями ионов, мигрирующих с парами воды, составляло следующий ряд: Na+ Mg2+ Ca2+ К+ и Na+ и НСО-3 Cl-, SО2а у растений лесостепной зоны и субальпийского ландшафта - Na+ Ca2+ Mg2+ К+.

4, Деревья Picea abies выделяют летучие сульфосоединения., независимо от сульфатов в почве, на свету или в темноте. Выделяется главным образом Н2S c парами воды при транспирации - приблизительно 1 нмоль на 1 моль воды. Когда устьице хвои закрыто, этот газ выходит только в течение 1 мин, а затем его поступление наружу прекращается.

Следовательно, основной ток сероводорода происходит через устьица. Иногда дополнительно выделяется еще и сернистый газ SО2, и его количество согласуется с содержанием сульфата в почве. Количество выделенного сернистого газа за 2 часа составляет 4,1-10,3 нмоль2 с площади листа х 2,65. Полагают, что при нормальном, а неповышеннюм оодержании сульфата в почве этот процесс служит для удаления излишней серы. Н2S может выделяться при светонезависимом восстановлении сульфата и светонезависимой десульфогидратации цистина. На свету скорость выделения этого газа много выше, чем в темноте. SО2 участвует в окислительно-восстановительных реакциях клеточных компартментов [Rennenberg et al., 1990].

Органические соединения в транспирационных конденсатах сахара и

– аминокислоты - были обнаружены Ю. Е. Новицкой [1966]. С использованием газовой хроматографии перечень органических соединений, которые можно обнаружить в транспирационной воде, увеличился. Транспирационные конденсаты, полученные с листьев 25-летних деревьев Acer negundo, Cotinus coggygria, Betula verrucosa, Populus balsamifera, содержали следы бутилена, ацетальдегида, пропаналя, метанола, этанола и пропанола Один из примеров хроматографического анализа [Рощина, 1971а].

транспирационной воды двух древесных пород показан на рис. 75. Качественный состав Рис. 75. Хроматограммы транспирационной воды Cotinus coggygria. (а) и Betula verrucosa (б) [Рощина, 1971]. 1 — атмосферные газы, 2 — неизвестное вещество, 3 — бутилен, 4 — ацетальдегид, 5 — пропионовый альдегид, 6 — метанол, 7 — этанол, 8 — пропанол, 9 — фронт воды образцов отличался лишь отдельными компонентами, среди которых идентифицирован метанол. В основном, наблюдались количественные различия в содержании бутилена, ацетальдегида и пропионового альдегида, о чем судили по высоте пиков на хроматограммах. Автору удалось обнаружить только часть выделяющихся веществ, которые выходили в течение 11 мин и предшествовали огромному размытому пику воды, маскирующему многие другие летучие вещества [Рощина, 1971].

Метанол выделяется листьями Populus deltoides var. occidentalis [Nemecek-Marshall et al., 1995]. Образование метанола связывают с потерей клеточной стенки при образовании межклеточников, поскольку при этом происходит деметилирование пектина.Этанол был обнаружен [Barta, 1984] в транспирационной воде люцерны Megicago sativa и лядвенца Lotus corniculatus, которые выращивались в вегетационном домике и затоплялись водой. У люцерны накапливалось 20-45 мкмолей этанола за 24 ч в 4 вегетационных сосудах. У лядвенца спирта выделялось так мало, что его не удавалось определить количественно. В обоих случаях в транспирационной воде обнаружены Рис. 76. Основные пути выделения веществ из растения. 1—гидатоды (вода, соли); 2— железистые волоски и железки (летучие и нелетучие органические вещества испарение, вымывание); 3—устьица (газообразные вещества); 4—основные клетки эпидермиса, кутикула (газообразные вещества); 5—вымывание и испарение из основных клеток эпидермиса через участки оболочек продукты анаэробного распада, которые возникали при слабой аэрации в условиях опыта с древесными растениями и при затоплении корневых систем представителей семейства бобовых. Таким образом,содержащиеся в межклеточниках пары воды и летучие органические вещества выделяются одновременно. Однако состав паров различных химических соединений внутри тканей растения по количественному и качественному составу может отличаться от паров, выделяющихся при транспирации. Соотношение между ними определяется разной летучестью веществ и их адсорбцией на клеточных оболочках, выстилающих межклеточники. Основные пути выделения газообразных и водорастворимых соединений показаны на рис. 76. На этой же схеме показаны пути выделения водорастворимых веществ, детально рассмотренных в главе 5.

4.2.ЛЕТУЧИЕ ВЫДЕЛЕНИЯ КАК СЛОЖНЫЕ КОМПЛЕКСЫ ВЕЩЕСТВ

Состав летучих веществ, выделяемых растениями, чрезвычайно сложен, и каждый отдельный компонент представлен исчезающе малым количеством. Поэтому идентификация их стала возможной только благодаря широкому использованию газовой хроматографии и других высокочувствительных методов разделения и идентификации органических соединений. С помощью этих методов было показано, что пищевые продукты, в том числе ряд овощей и фруктов, выделяют до 200 летучих веществ [Мохначев, Кузьмин, 1966]. Причем состав летучих веществ существенно изменяется в плодах и листьях при созревании плодов [Horvat and Chapman, 1990]. В составе свежей капусты Brassica oleracea идентифицировано 30 летучих соединений, в землянике Fragaria vesca — 60, в малине Rubus idaeus — 39 и т. д. Среди идентифицированных продуктов были водород, метан, этан, пропан, бутан, спирты, альдегиды, кетоны и др. В составе летучих выделений древесно-кустарниковых пород методом масс-спектрометрии было обнаружено [Лахно, Выхрестюк, 1979] более 100 компонентов, причем у лиственных пород преобладали спирты, эфиры и альдегиды, у хвойных — терпены.

Состав летучих соединений 'хвойных пород характеризуется разнообразием терпенов.Э.

В. Степанов [1972] в составе выделений хвойных растений Салаира обнаружил 64 индивидуальных соединения, 60 из которых составляли терпены (Рис.77). Исидоров и Зенкевич [Isidorov, Zenkevich, 1985] исследовали качественный состав летучих органических соединений из 22 видов растений, которые характерны для лесов Северного полушария. Список включал более 70 веществ различных классов. Общая концентрация терпенов в воздухе хвойных лесов изменялась от 3,5 до 35 мкг/м3.

Рис. 77. Хроматограмма летучих веществ хвои пихты сибирской Abies sibirica [Степанов, 1972]. 5 — трициклен, 6 —сантен,7— -пинен, 10— камфен, 11- -пинен, 12 - 3 – карен, 14 — мирцен, 15 — лимонен, 19— терпинолен, 39 — кариофиллен, 41 –- муролен, 43 – – муролен, 44— 45 - гумулен + бизаболен, 46 — кадинен, 47 - борнилацетат, 50- камфора, 52— 53 - – терпинеол + борнеол Значительный интерес представляют хромато-масс-спектрометрические исследования [Остриев и др., 1988] летучих выделений ряда растений Южного Крыма.

Поскольку данные этой работы используются при подборе ассортимента растений для Таблица 15. Главные компоненты летучих выделений растений

–  –  –

санаторных парков. Показано, что в составе продуцируемых летучих веществ 8-ми видов растений присутствуют парафиновые, олефиновые и диеновые углеводороды, терпены, насыщенные и непредельные спирты, альдегиды и кетоны, сложные эфиры, хлорсодержащие и другие соединения. Исследованные летучие соединения имели хорошо выраженную видовую специфику. Приведем несколько примеров из этой работы (табл.

15).

Количественное содержание веществ в воздушной среде насаждений изменяется в широких пределах. Оно зависит как от видового состава, так и возраста насаждений. В газоэкскретах наряду с материнским древостоем участвует подрост, надпочвенный покров и подстилка. Основными компонентами летучих выделений хвойных, как уже указывалось, являются терпеноидные соединения, количество которых достигает 94 % от общей суммы [Степень, Чуркин, 1981]. Они представлены преимущественно (65-85 %) монотерпеновыми углеводородами, среди которых идентифицировано 15 веществ.

Большинство из них присутствовало в газоэкскретах всех изученных пород. В тоже время туйен, -фенхен и -фелландрен характерны лишь для ели, а трициклен - для лиственницы и сосны.

Летучие монотерпены широко представлены в выделениях многих древесных пород [Niinemets et al., 2002 a,b; Noe et al., 2008]. Среди кислородсодержащих соединений превалируют фенхон, камфора, -терпинеол, изоборнеол, борнилацетат [Niinemets et al., 2002 c]. Кроме того, там определены изофенхон. фенхол, борнеол, -терпинеол, изоборнеол, борнилацетат, терпинилацетат. терпиненол, лонгифолен, кариофиллен, гумулен, бизаболен, и –муролены. Детальная информация о составе летучих монотерпенов хвойных растений приводится в специальном обзоре [Gijzer et al., 1993].

В составе летучих выделений обнаружены вещества - регуляторы роста растений (ауксин, гиббереллиноподобные вещества, абсцизовая, уксусная и пропионовая кислоты).

Большинство из этих соединений найдено также в органической фракции транспирационной воды и дождевых смывов [Степень, Чуркин, 1981].

Выделение органических летучих метаболитов наблюдается и у корневых систем.

Корни Daucus carota и Solanum tuberosum, выращенные методом аэропоники, выделяли органические соединения, количество которых было вдвое меньше, чем в экскретах листьев тех же растений, и корневые газы отличались малым разнообразием составляющих их компонентов [Дадыкин и др., 1967]. Были идентифицированы ацетальдегид, пропионовый альдегид и пропанол. Способность корневых систем к газоэкскреции подтверждается опытами с корнями акации Acacia pulchella, в выделениях которой идентифицированы основные летучие компоненты: 2—3 метилбутанол, гексанол, пентаналь. 2—3 метилбутаналь, 4-метилацетофенон [Whitefield et al., 1981]. В обзоре Венке с соавторами [Wenke et al., 2010] подробно рассматривается состав летучих соединений и их влияние на окружающие организмы, включая животных и микробов.

Состав таких выделений весьма разнообразен и, например, установлено, что корневая система родиолы розовой Rhodiola rosea экскретирует до 86 газообразных веществ.

Важно, что имеются таксономические различия в составе соединений, особенно активных против внедрения паразитов. Летучие терпены, угнетающие развитие бактериальных и грибных патогенов, например -фелландрен, выделяют корни смирны Smyrnium olusatrum или родиолы розовой Rhodiola rosea, а корни Arabidopsis thaliana экскретируют 1, 8цинеол. Семена при хранении выделяют газообразные соединения, в основном спирты и альдегиды [Zhang et al., 1993]. Причем состав экзометаболитов меняется под действием ферментов семени в процессе хранения сухих семян [Zhang et al., 1995].

Исследования [Fountain, Couchman, 1984] летучих соединений зрелых плодов показали, что в их составе содержится значительное количество разнообразных метаболитов, часть из которых обусловливает запах плодов. Так в составе летучих веществ плодов Corynocarpus laevigatus идентифицированы ацетальдегид, этанол, метилацетат, этилацетат, метил-2-метилбутаноат, этил-2-метилбутаноат и в следовых количествах этилен. Запах плодов, по мнению авторов, зависит от этилового эфира бутановой кислоты, которая оказалась основным летучим веществом.

Большим разнообразием летучих соединений отличаются цветки растений. В составе летучих компонентов сои Glycine soja идентифицировано 50 соединений: спирты, альдегиды, эфиры, фенолы и др. [Nunomura et al., 1976]. Летучие экскреты цветков и стручков люцерны Medicago sativa содержали несколько десятков компонентов [Buttery et al., 1982]. В цветках идентифицировано 33 соединения, а в стручках — 31.

Количественный и качественный состав выделений цветков и стручков различался между собой и отличался также от состава летучих веществ листьев (табл. 16).

Считается, что летучие компоненты цветков видов из семейства Apiaceae (Aegopodium podagraria, Anthriscus sylvestris, Carum carvi, Heracleum sibiricum, Laserpitium latifolium, Pastinaca sativa) содержат хиральные монотерпены, такие как - и

–  –  –

-пинены, cis- и trans--оцимены, лимонен, сабинен и мирцен служат хемосигналами для различных насекомых-опылителей [Williams, Whitten, 1983; Borg-Karlson et al., 1994].

Подобное явление наблюдали и у некоторых орхидных,например у Ophrys insecticifera [Borg-Karlson et al., 1993]. Таким образом, по составу аромата осуществляется узнавание цветков опылителями, посещающими определенные виды растений.

Одиночные цветки одонтоглоссума удушающего Odontoglossum contstrictum, цитрона Citrus medica, плюща воскового мясистого Hoya carnosa и стефанотиса обильноцветущего Stephanotis floribunda за 1 сут выделяли приблизительно 45—50 мкг летучих соединений, среди которых идентифицировано 20 индивидуальных компонентов Основными веществами, [Matile, Altenburger, 1988; Altenburger, Matile, 1988].

обусловливающими характерный запах у Stephanotis были метилбензоат, линалоол и 1нитро-2-фенилэтан, у Hoya — линалоол, 1,8-цинеол, -пинен, изопентанол, -пинен и метилсалицилат. Наблюдалась определенная периодичность выделения веществ: у Odontoglossum максимум приходился на дневные часы, а у Hoya — на вечерние [Altenburger, Matile, 1990]. Эвгенол и метилэвгенол являются аттрактантами для ряда насекомых [Ladd et al., 1975; Gunningham et al., 1975].

Добсон и др. (Dobson et al., 1987) исследовали летучие соединения цветков Rosa rugosa и пыльцы Rosa canina (табл. 17). Газообразные соединения цветков и пыльцы отличались различным составом алифатических углеводородов, терпеноидов, ароматических соединений. Основная часть летучих вешеств была сосредоточена в наружной маслянистой оболочке. Летучие соединения двух разных видов пыльцы видов Rosa rugosa и Rosa canina содержали только несколько общих компонентов. Таким образом, пыльца разных видов имеет характерный аромат, отличающийся от аромата целых цветков и листьев [Flamini et al., 2003], который воспринимается как людьми, так и насекомыми. Аромат пыльцы - это древнее приспособление для привлечения посещающих пветок насекомых. Пчелы различают аромат пыльцы, и элементы летучих компонентов этого аромата есть в их продукции. Подробно связь цветочного аромата и поведения насекомых- опылителей описана в ряде публикаций Добсона с соавторами [Dobson,1994; Dobson et al., 1996].

Несколько необычен состав летучих масел лука Allium сера [Collin et al., 1986; Collin and Britton, 1993]. В его состав входит 82 компонента, среди них наряду с обычными соединениями, представленными спиртами, альдегидами и кетонами, присутствуют сульфиды, тиоланы, фураноны и др. Среди серосодержащих компонентов 23—30% составлял дипропиловый дисульфид [Kameoka et al.,1984]. Он образуется из цистеина и метакрил–КоА [Collin and Britton, 1993]. Сульфиды подобного типа (диметил дисульфид, Таблица 17. Идентифицированные соединения летучих выделений цветков и пыльцы рода Rosa, в % от наибольшего пика хроматограммы-масс-спектрограммы [Dobson et al., 1987; Dobson, 2006].

–  –  –

диметил трисульфид) и n – С10-С13 – алканы найдены также у водных или болотных растений, таких например как Hydrosme rivieri Eng. (сeм. Аraceae) [Stransky and Valterova, 1999]. Диметилолигосульфиды являются главными компонентами ароматов у ароидных растений Sauromatum guttatum и Phallus impudicus [Borgkarlson et al., 1994].

В составе летучих веществ сельдерея Apium graveolens (сем. Umbelliferae) обнаружено 9 новых, ранее не изученных компонентов [Macleod et al., 1988]. Из них 3 компонента составляли примерно 70 % от общего числа газообразных экскретов: апиол или 4, 27 мкг/ г сырой массы, 3-бутилфталид - 22 % или 3,9 мкг/ г сырой массы, 3бутилтетрагидрофталид или седанолид 24 % или 4,27 мкг/г сырой массы. Два последних компонента (Рис.78) обладают сильным ароматом, который присущ сельдерею. Все три компонента обнаружены также в листьях петрушки Petroselinum Hoffm. и, вероятно, характерны для семейства Umbelliferae.

Рис.78. Компоненты летучих выделений сельдерея Apium spp. 1) 3-бутилфталид, 2) 3 бутилтетрагидрофталид (cеданолид). Bu – бутирил.

летучих веществ, выделяемых бурыми водорослями, состоят из Cмеси диктиоптеренов (они являются аттрактантами мужских гамет), сесквитерпенов и длинноцепочечных углеволородов [Kajiwara et al., 1993]. Характерный запах океана определяется именно этими соединениями.

О суммарном количестве выделяемых растениями соединений имеется лишь немного сведений. 3.Н. Брянцева [1951] приводит данные, согласно которым в пересчете на 100 г сухого вещества листьев грецкий орех Juglans regia выделяет 2,16-1,87 мг/ч органических веществ, сосна крымская Pinus pallasiana - 1,50 -1,30, а самшит Buxus — 0,4—0,22 мг/ч. Следовательно, за период вегетации растения выделяют примерно 0,5—4 г органических соединений на 100 г сухого вещества. По другим данным (Артемьева, цит.

по: [Токин, 1980а]), 1 га лиственного леса выделяет за сутки в атмосферу 2 кг летучих органических веществ, а хвойного - 5 кг. Близкие к ним данные получены В. В.

Протопоповым и Г. Н. Черняевой [1967]. Летучие органические вещества обнаружены также вблизи крон древесных растений. М. В. Колесниченко [1976] приводит следующие данные: в 1 м3 воздуха около крон 40-летних деревьев Fraxinus и Quercus cодержится летучих веществ столько, сколько эквивалентно около 13 мг углерода, а под пологом леса в разных районах нашей страны эта цифра составляет 10—30 мг/м3. По расчетам Юнге [1965], ароматические кусты шалфея Salvia, произрастающие в юго-западной части Америки, могут продуцировать до 2 х 106 т/год летучих органических веществ. В масштабах биосферы эти цифры еще более значительны. Вент [Went,1960] подсчитал, что 108 т терпеноподобных или биосферой за год высвобождается в атмосферу слабоокисленных углеводородов.

4.3. КОМПОНЕНТЫ ГАЗООБРАЗНЫХ ЭКСКРЕТОВ

4.3.1. Короткоцепочные углеводороды Помимо этилена, который выделяют все живые растительные ткани и который присутствует во внутреннем воздухе растений, в составе растительных экскретов обнаружены и другие представители углеводородов. Г. В. Поруцкий с сотр. [1962] в выделениях льна Linum и колосков пшеницы Triticum нашли этилен, пропилен, изобутилен и бутилен. Этилен и пропилен обнаружены также в выделениях стерильных семян хлопка Gossypium, гороха Pisum sativum и желтой сосны Pinus flaveolus (Vancura, Stozky, 1976]. Этан был идентифицирован в газовой фазе культуры тканей моркови Daucus carota и табака Nicotiana tabacum [Thomas, Murashige, 1979].

Каллюс культуры ткани риса Oryza продуцирует не только СО2, но и этанол, этилен, небольшое количество ацетальдегида и этана [Adkins et al., 1990]. Все это указывает на возможность образования короткоцепочечных углеводородов неспециализированными клетками растений.

В зависимости от вида растений состав выделяемых олефинов может значительно изменяться. Так в выделениях листьев яблони Malus domestica, по данным Г.

В. Поруцкого с сотр. (1962), преобладал этилен, у груши Pyrus communis — пропилен.

Представители семейства пасленовых Solanaceae в большом количестве выделяли бутилен, а злаковые Gramineae и мальвовые Malvaceae —этилен. А. С. Лучко и др. [1964] обратили внимание на изменение состава непредельных углеводородов, продуцируемых плодами зеленого гороха Pisum sativum на разных стадиях их формирования.

Плацентарный период плодообразования характеризовался выделением пропилена, а период формирования семян — выделением этилена.

В интактных растениях низкомолекулярные углеводороды выделяются в столь малых количествах, что изучить их биологические эффекты не представляется возможным. В искусственно составленных смесях установлено, что физиологическая активность углеводородов этиленового ряда быстро падает с увеличением длины цепи.

4.3.2. Изопрен и терпенонды Изопрен. Изопрен (2-метилбутадиен-1,3) был обнаружен в летучих выделениях растений Г. А. Санадзе [1964] и Расмюссеном [Rasmussen, 1970]. Последующие работы [Санадзе и др., 1972; Rasmussen, Jones, 1973; Jones, Rasmussen, 1975; Tingey et al., 1981; Loretto and Sharkey, 1990; Sharkey and Yeh, 2001] показали, что изопрен — продукт нормального метаболизма растений. Он является частым компонентом атмосферы и активным участником озонолиза [Hartikainen et al., 2009; Laothawornkitkul et al., 2009]. Выделение изопрена зависит от внешних условий - света, концентрации кислорода и углекислого газа в воздухе и др. [Rasulov et al., 2009].

У широкого круга растительных организмов, включая зерновые культуры, кустарники, деревья, была определена скорость выделения изопрена [Evans et al., 1982].

Из 54 исследованных видов 37 выделяли изопрен. Скорость выделения при 28° колебалась от 0 до 38,5 мкг С на г-1 ч-1. Выделение изопрена происходило только на свету, причем через 1 мин после начала освещения, и заканчивалось через 1 мин после выключения света (Rasmussen, Jones,1973]. Скорость образования газа зависела от видовых особенностей растений, возраста листьев и температуры (табл.18).

Таблица 18. Скорость выделения изопрена листовыми дисками древесных растений, 10-6 (в мл см -2мин-1) [Rasmussen, Jones, 1973]

–  –  –

15 0,15 0,10 0,10 0,09 25 0,65 0,58 0,54 0,95 35 2,35 1,82 1.67 3,20 40 2,49 1,94 2,21 4,40 45 1,58 0,14 1,72 3,90 У древесных пород Quercus borealis, Eucalyptus gunii montana, Hamamelis jelena максимальное образование изопрена наблюдалось при 40°,а минимальное — при 15°. При оптимальной температуре молодые растения выделяли больше изопрена, чем старые.

Скорость образования изопрена зависела также от концентрации СО2 в окружающем воздухе [Санадзе, 1964]. С повышением концентрации углекислоты листья тополя Populus balsamifera и белой акации Robinia pseudoacacia выделяли меньше изопрена, и при насыщающих концентрациях углекислоты выделение газа прекращалось. Взаимодействие CO2- изопрен оказывает прямое влияние на состояние экосистемы [Arneth, 2007].

Необходимость пониженных концентраций CO2 для синтеза изопрена подтверждена в опытах более позднего периода [Санадзе и др., 1990б] с культурой ткани мезофилла листьев. При значительном повышении содержания CO2 вследствие высокой скорости дыхания отмечена устойчивая потеря способности к биосинтезу и выделению свободного изопрена. При исследовании выделения изопрена y Populus tremuloides была подтверждена зависимость выделения изопрена от температуры и газового состава среды [Monson, Fall, 1989]. Выделение изопрена не зависело от проводимости устьиц и могло осуществляться через кутикулу [Monson, Fall, 1989]. В работах, посвященных изучению путей образования этого газа, было показано [Санадзе и др., I972], что изопрен является одним из продуктов фотосинтеза, для образования которого требуется высокая интенсивность света, высокая температура и постоянная концентрация CO2. Фотосинтез в пластидах – источник этого газа [Санадзе, 1969; 2010]. Полагают, что изопрен и другие изопреноиды образуются в ответ на высокотемпературный стресс [Sharkey and Yeh, 2001;

Schnitzler et al., 2010].

В 1987 г. обнаружено [Tingey et al., 1987], что изопрен выделяют не только покрытосеменные и голосеменные растения, но и мхи. Этот процесс зависит от вида растения и температуры (табл. 19). На свету мхи Dicksonia antarctica и Thelypteris kunthii Таблица 19. Скорость выделения изопрена (в нмоль м-2 с -1), дыхания (в нмоль СО2 м-2 с -1) и фотосинтеза (в мкмоль м-2 с -1) мхами [Tingey et al., 1987]

–  –  –

образуют от 130 до 500 нмоль м-2-с-1' изопрена. В темноте изопрена образуется в 100-1000 раз меньше, чем на свету. Количество образующегося изопрена составляет от 0,02 до 2,6% от общего углерода, фиксированного на свету в виде CO2. Джонс и Расмуссен [Jones, Rasmussen, 1975] предложили биосинтетический путь образования изопрена (Рис.79).

Рис. 79. Предполагаемый биосинтетический путь образования изопрена. Построено по данным из работ [Sanadze, 1990; Jones and Rassmussen, 1995].

Согласно этим представлениям, исходным соединением в биосинтезе изопрена является ацетил-КоА, две молекулы которого превращаются сначала в ацетоацетил-КоА;

после чего в результате присоединения еще одной ацильной единицы возникает 3-окси-Зметил-глутарил-КоА, соединение с разветвленной цепью, состоящее из 6 атомов углерода.

Это соединение служит ключевым промежуточным продуктом при биосинтезе изопрена.

Следующий этап состоит в превращении З-окси-3-метилглутарил в мевальдиновую кислоту. Это восстановительный процесс, зависимый от НАДФН. Мевальдиновая кислота далее восстанавливается до мевалоновой кислоты, являющейся первым продуктом в цепи реакций, свойственных исключительно метаболизму изопреноидов. Затем происходит фосфорилирование мевалоновой кислоты с образованием фосфомевалоновой кислоты, которая вновь фосфорилируется и превращается в пирофосфомевалоновую кислоту. Далее карбоксильная группа пирофосфомевалоновой кислоты удаляется в виде CO2, происходит отщепление воды и образование двойной связи. Образуется изопентенил дифосфат (изопентилпирофосфат), который является предшественником изопрена [Cанадзе, 2004;

2010]. Недавно предложен новый путь биосинтеза изопреноидов, где изопрен синтезируется в хлоропластах в деоксиксилозофосфат метилэритритол 4-фосфатном биосинтетическом пути [Lichtenthaler, 1999; Sharkey and Yeh, 2001]. Также выделены ключевой фермент образования изопрена изопренсинтаза и его ген [Sasaki et al., 2005].

В 1990 году обнаружено [Hewitt et al., l990], что листья травянистого растения арундо тростникового Arundo donax выделяют изопрен, причем выделение газа не зависит от фотодыхания, но зависит от фотосинтеза. Это было ранее показано Г.А Санадзе с сотр.

[1975] для других видов растений, поскольку синтез изопрена - светозависимая реакция.

Как источник энергии для этого синтеза также необходим АТФ. Исходным соединением для синтеза изопрена, как и многих других соединений, является ацетил-КоА, который возникает из пирувата (см. раздел 3.6, Рис.55). В хлоропластах, как полагают [Cанадзе и др., 1990в] существует тесная связь между фотосинтетическим метаболизмом углерода и синтезом ряда соединений, образующихся из ацетил-КоА, например жирных кислот, полипренолов, каротиноидов и др. веществ. При ингибировании синтеза этих соединений и фотосинтетического усвоения CO2 возникает временный избыток ацетил-КоА (например, при гликолитическом образовании пирувата), который согласно гипотезе Санадзе [1990] может увеличить скорость образования и выделения изопрена. Однако, еще в 1975 г было показано [Jones and Rassmussen, 1975], что у ряда растений, в том числе Hamamelis и Quercus, интермедиаты фотодыхания гликолат и глицин включаются в изопрен даже в большей степени, чем ацетат или мевалонат. Возможно, что такая же связь между выделением изопрена и фотодыханием существует и у листьев осины Populus tremula и некоторых других видов растений [Monson, Fall, 1989]. Таким образом, синтез изопрена может, по-видимому, происходить как из ацетил-КоА, через мевалонат до изопентилпирофосфата или через гликолат.

Поскольку изопрен - продукт нормального метаболизма фотосинтезирующих тканей, можно полагать, что он присутствует и во внутреннем воздухе ассимилирующих тканей, хотя до последнего времени он был найден только в окружающем растение воздухе. Попытки обнаружить его во внутреннем воздухе, по-видимому, еще не предпринимались. В последние годы двадцатого века появились сведения [Gelmont et al., 1981], что изопрен присутствует в воздухе, выдыхаемом человеком и некоторыми животными. В газах, выделяемых в процессе дыхания, обнаружены также этан и пентан, которые являются продуктами перекисного окисления жирных кислот. Но главным газом все же является изопрен. В сутки один индивидуум выделяет 2 -4 мг изопрена. Таким образом, изопрен выделяется как растительными, так и животными организмами. За исключением транспортных и промышленных выбросов в воздухе, основными источниками этого газа в биосфере являются растения.

Интересные данные о содержании изопрена в атмосфере лесов Амазонки приводят Рассмюссен и Кхахил [Rassmussen and Khahil, 1988]. Изопрен в значитальных количествах выделяется тропическими лесами, и продукция газа осуществляется весь год. Наибольшее количество изопрена по объему содержится под пологом леса, где достигает 8 частей на биллион частей воздуха. С повышением высоты до 300 м над землей концентрация газа составляет всего 1-2 части на биллион. В низких слоях атмосферы концентрация изопрена подвергается сильным изменениям. Больше всего его днем, максимум приходится на середину дня, и очень мало содержится ночью. Глобальное выделение изопрена рассчитанное по выделению этого газа листьями растений составляет 3,5х 10 14 т углерода в год.

Интерес к выделению изопрена растениями обусловлен тем, что этот углеводород играет главную роль в фотохимическом образовании озона в тропосфере урбанизированных районов [Trainer et al., 1987, Chameides et al., 1988]. Кроме того изопрен участвует в образовании СО, оксигенированных углеводородов и органических кислот [Jacob, Wofsy 1988]. Оцениваемая глобальная эмиссия изопрена очень велика порядка 350-400 х 10 т углерода в год. Эта величина сопоставима с величинами для метана 300-400 х 10 т углерода в год [Zimmerman et al., 1978; Rassmussen, Khahil, 1988;

Cicerone, Oremland, 1988]. Оценка влияния изопрена на атмосферный состав газов также проведена в модельных системах [Grote and Niinemets, 2008].

Терпеноиды. Широко распространены в природе и производные изопентилпирофоcфата терпеноиды, составляющие основную часть летучих выделений хвойных растений [Степанов, 1972; Yokouchi, Ambe, 1984; Степень, Сухинин, 1985], эфирного масла шалфея Salvia leucophylla и полыни Аrtemisia californica (Muller, 1965]. Полагают, что терпеноиды являются нормальными компонентами растительных клеток и что синтез терпенов могут осуществлять обычные неспециализированные клетки. Последнее подтверждается опытами на культурах изолированных тканей. Сообщается [Berlin et al.,1984], что клетки культуры тканей Thuya occidentalis выделяют большое количество монотерпенов (до 3 мг на l г сухого веса за сутки).

В составе выделений были обнаружены -пинен, -пинен, мирцен, лимонен и терпинолен. Продукция монотерпенов тканями розмарина и лаванды показана в табл. 20. Ее данные подтверждают видовую специфику состава монотерпенов и зависимость их содержания от степени дифференцировки ткани. Наиболее интенсивно продукция монотерпенов осуществляется зрелыми листьями по сравнению с культурой ткани и проростками.

Таблица 20. Содержание монотерпенов в разных тканях растений [Webb et al., 1984].

–  –  –

Примечание: (—) - 10-4 мкг/г.

Синтез терпенов происходит в пластидах. В железках экзокарпия фруктов Poncirus trifoliata он осуществляется в хлоропластах (Heinrich et al., 1980]. Лейкопласты также способны к синтезу монотерпеновых углеводородов, поскольку обладают полной ферментативной системой для синтеза изопентилпирофосфата — предшественника терпенов [Gleizes et al.,1983]. Выделенные из экзокарпа Citofortunella mitis лейкопласты были способны синтезировать предшественники терпенов. Процесс начинался с ацетилКоА и до образования мевалоновой кислоты проходит те же этапы, что и изопрен (см. Рис.

79). Затем продолжается обычным для терпеноидов путем (см. Рис. 55). В цветках синтез монотерпенов происходит в хромопластах. Об этом свидетельствуют опыты с хромопластами, выделенными из цветков нарцисса желтого Narcissus pseudonarcissus, [1-14C] [1-2H2] которые синтезировали из меченого изопентилдифосфата и изопентенилдифосфата -пинен (2,8 %), мирцен (56,4 %), линалоол (22,9 %), Е-оцимен (17, 1 %) [Gleizes et al., 1983].

Терпеноиды составляют основную массу летучих выделений хвойных растений и легко обнаруживаются в воздухе вблизи них. Насыщение воздуха терпенами зависит от ряда факторов и при определенных условиях может достигать значительных величин [Степанов, 1972; Yokouchi, Ambe,1984; Степень, Сухинин, 1985]. Выявлена зависимость продукции терпенов от видового состава насаждений.

Исследования, проведенные в Сибири [Степень, Сухинин, 1985], показали, что количество терпеновых производных снижается в ряду кедр Cedrus сосна Pinus пихта Abies ель Picea. Максимальное количество соединений найдено под пологом молодняков, минимальное — в спелых насаждениях. Среди терпенов идентифицировано 15 компонентов, которые содержались под пологом всех изученных растений.

Доминирующим соединением был -пинен. В то же время отдельные компоненты были характерны только для определенных видов: туйен, -фенхен, -фелландрен характерны лишь для ели Picea, трициклен — для сосны Pinus. Таким образом, существует возможность значительного насыщения воздушной среды хвойных пород летучими терпеновыми соединениями, среди которых имеются и видоспецифические вещества.

Ароматы цветков растений чаще всего характерны для выделений эфирных масел, обогащенных терпеноидами, преимущественно монотерпенами (см. Главу 3). Но при цветении некоторые представители семейства кактусовых (Cactaceae) обладают запахом земли или плесени, обусловленным выделением сесквитерпеноида дегидрогеосмина [Schlumpberger et al., 2004].

Поскольку выделение монотерпенов зависит от температуры и освещенности (Yokouchi, Ambe, 1984; Yokouchi et al., 1983], в сосновом лесу наблюдаются сезонные изменения концентрации монотерпенов: ниже зимой и выше летом и осенью. Небольшие колебания зависят от изменения температуры. Наиболее высокое количество -пинена наблюдалось в августе, октябре и ноябре. Средняя концентрация в мае составляла 0,12 частей на миллион [Yokouchi et al., 1983]. Выделение монотерпенов изменяется и в зависимости от освещенности [Yokouchi, Ambe, 1984]. Основная масса монотерпенов, выделяемых 2-летними саженцами Pinus, состояла из - и -пинена, мирцена и фелландрена. Максимум выделения приходился на полуденные часы, т. е. зависел от освещенности. Отсюда видно, что в количестве летучих выделений отмечаются суточные и сезонные изменения.

Японские исследователи [Tanaka et al., 1989] обнаружили положительное влияние красного света на накопление терпеновых соединений у этиолированных проростков тимьяна Thymus vulgaris. При этом содержание карвакрола и цимола увеличивалось в 2 раза, а терпинена и тимола в 3-4 раза при облучении проростков в течение 48 часов. По мнению авторов, это наблюдение указывает на рецепторную природу фоторегуляции образования терпеноидных соединений и участия в этом явлении фитохрома.

В ряде работ [Mihaliak, Lincoln, 1989] показана зависимость синтеза терпеноидов от азотного питания растений. Концентрация моно- и сеcквитерпенов в растениях Heterotheca subaxillaris, выросших в условиях недостатка азота выше, чем у азотобогащенных образцов. Углерод для синтеза терпеноидов происходит в процессе фотосинтеза из СО2 или и из фотосинтетата при транспорте его к молодым листьям из старых. На этом основании авторы построили гипотезу, согласно которой углеродсодержащие терпены образуются при ограничении азотного питания.

У ряда хвойных растений была определена скорость выделения монотерпенов [Evans et al., 1982]. Она составляла от 0,01 до 3,53 % мкг С на г-1ч-1. По данным Циммермана [Zimmerman et al., 1978] продукция терпенов растительностью в США составляет 4, 8 х 10 14 т углерода в год.

4.3.3. Альдегиды и кетоны Обширной, хотя еще и малоизученной группой растительных экскретов являются альдегиды. Поскольку альдегиды, как и другие летучие вещества выделяются из растения в очень малых количества, то для их разделения я идентификации используются высокочуствительные методы газовой хроматографии и функционального качественного анализа. С помощью этих методов обнаружено присутствие альдегидов в воздухе, окружающем растения при выращивании их в замкнутых камерах [Санадзе, 1961б;

Дадыкин и др., 1967]. Продукты внутриклеточного метаболизма могут перегоняться с водяным паром, что относится и к альдегидам. В составе транспирационной воаи, собранной в природных условиях со взрослых деревьев, обнаружены этаналь и пропаналь [Рощина, 1971]. Во внутреннем воздухе растений обнаружен масляный альдегид [Рощина, 1974]. Валерьяновый и масляный альдегиды найдены в конденсатах листьев брусники Vaccinium vitis idaea [Скворцов, Смирнова, 1972]. Ацетальдегид, ацетон, пропаналь, гексаналь, бензальдегид идентифицированы в составе летучих веществ сои Glycine soja [Nunomura et al., 1976]. Стерильные прорастающие семена гороха Pisum sativum, фасоли Phaseolus vulgaris, кукурузы Zea mays, сосны болотной Pinus palustris выделяют этаналь и формальдегид [Vancura, Stotzky, 1976]. Выделение альдегидов семенами начинается с появлением первого корешка (табл. 21), и наибольшая скорость выделения наблюдается;

от 24 до 48 ч.

Таблица 21.Альдегиды, выделяющиеся прорастающими семенами (в мкг/1000 семян [Vancura, Stotzky, 1976].)

–  –  –

Альдегиды, по-видимому, могут образовываться неспециализированными клетками растений, поскольку они обнаруживаются в газовой фазе тканевых культур. Ацетальдегид был найден в тканевых культурах 25 видов растений [Thomas et al., 1979]. При анализе летучих выделений 3-недельной культуры каллюса табака Nicotiana tabacum среди других соединений найдены формальдегид и ацетальдегид [Gaal, 1984].

Пути синтеза альдегидов в растениях мало изучены. Известны лишь общие направления, представленные на картах-схемах Дегли и Никольсона [Дегли, Никольсон, 1973]. На Рис. 80 показано, что субстратами для образования низкомолекулярных альдегидов могут быть соединения, содержащие аминогруппы, - амины и аминокислоты.

Реакция протекает по уравнению R — CH2NH2 + Н2О+ О2 = R — СНО + NНз + Н2О и ее катализируют аминооксидазы или аминоксидоредуктазы (КФ 1.4.3.4) и (КФ 1.4.3.6), содержащие в активном центре соответственно флавин и пиридоксаль. Например, в присутствии полифенолоксидазы (КФ 1.14.18.1) в экстрактах из зеленых листьев чая Thea sinensis, бобов кофе Coffea arabica и какао Theobroma cacao из аланина, валика, лейцина, изолейцина, метионина образуются ацеталь, изомасляный альдегид, изовалерьяновый альдегид, 2-метилбутаналь, метиональ, фенилуксусный альдегид [Motoda, 1979].

Поскольку некоторые аминокислоты могут использоваться для образования альдегидов, последние могут рассматриваться как продукты белкового распада. Есть данные, что в семенах альдегиды специфически связаны с белком и при нагревании выделяются из них

Рис.80. Пути синтеза альдегидов [Рощина В.Д., Рощина В.В., 1983]

[Chiba et al., 1979]. Субстратом для образования альдегидов могут служить также спирты R -СН2OН + НАД(Ф) = R-СНО + НАД(Ф)Н + Н+ при участии ферментов алкогольдегидрогеназ или алкоголь НАД (НАДФ) окcидоредуктаз (КФ 1.1.1.1, КФ 1.1.1.2 и КФ 1.1.7.1), катализирующих эту реакцию. Два первых фермента универсальны, третий — более активно катализирует образование альдегидов с числом атомов углерода 4. Образование альдегидов из спиртов может также катализировать фермент алкогольдегидрогеназа (КФ 1.1.9.9.8), в котором, вместо НАД (НАДФ), принимают участие другие акцепторы электронов.

Некоторые авторы [Hatanaka et al., 1978a,b; 1989] полагают, что, кроме указанных путей, образование альдегидов возможно из органических кислот, при этом процесс катализируется специальной ферментной системой (Рис.81). Так в побегах райграса Lolium регеnne обнаружены альдегиды p-оксибензойной. ванилиновой, сиреневой кислот [Hartley, Buchan, 1979].

Субстратом для образования альдегидов и спиртов при повреждении мембран служат линолевая и линоленовая кислоты, как видно на рис.81 [Hatanaka et al., 1978].

Кроме того, показано неэнзиматичеекое образовавке альдегидов n-гексаналя к 12 гидрокси–2Е-додеценаля фракпней изолированных хлоропластов чая Thea sinensis из Рис.81. Биосинтез С6 - альдегидов и спиртов из линолевой и линоленовой кислот [Hatanaka et al., 1978]: Е1 - липолитическая ацилгидролаза, Е2 – 1- энзиматическая система, продуцирующая С6 – альдегиды, Е3 – ферменты и или неэнзиматические факторы, Е4 – алкогольдегидрогеназы ненасыщенных алкоголей С18 путем изомеризации [Hatanaka et а1., 1989]. Образование С альдегидов типа гексеналей доходит до 208-I524 мкг/г сырой массы 6-ненасыщенных ткани и выше в зеленых тканях.

У микроорганизмов показан путь образования ацетальдегида и пропаналя из пирувата в процессах уксусного и пропионового брожений [Лукнер 1979]. Таким образом, присутствие альдегидов в растениях и их выделениях, вероятно, обусловлено тем, что они являются универсальным интермедиатами общего метаболизма, а также субстратами для образования органических кислот и спиртов [Дурмишидзе, 1977].

Помимо альдегидов в составе растительных экскретов обнаружен ацетон. Морфи [Murphy, 1985] показал, что прорастающие семена фасоли лимской Phaseolus limensis, сои Glycine max, арбуза Citrullus lanatus, подсолнечника Helianthus annuus и три вида сосны (Pinus pinea, Pinus lambertiana, Pinus edulis) выделяют ацетон. Количество выделенного ацетона было особенно велико у видов с высоким содержанием липидов, и максимальное количество его составляло 4 х 10-6 М/г сухой массы семян. Предполагается, что путь образования ацетона такой же, как у животных, т. е. он образуется из ацетоацетата в условиях кетозиса жирных кислот [Мецлер, 1980]. Ферментом, катализирующим реакцию, является ацетоацетатдекарбоксилаза (КФ 4.1.1.4).

Обладают ли альдегиды и кетоны биологическим действием и могут ли они принимать участие в биохимическом взаимодействии организмов? В пользу такого предположения свидетельствуют многочисленные факты. Наиболее физиологически активен и токсичен для человека пропионовый альдегид, предельно допустимое содержание которого в атмосфере помещений не должно превышать 1 мг/м3. Допустимое содержание ацетальдегида в воздухе намного больше — 5 мг/м3 [Быховская и др., 1966].

Насыщенные альдегиды обладают ингибирующим действием на ряд физиологических процессов растений и микробов. Так 1 мМ формальдегида или ацетальдегида необратимо ингибирует клеточное деление Escherichia coli, тормозит или останавливает прорастание семян и рост проростков различных растений [Колесниченко, 1978; Schauenstein et al., 1977]. Ацетальдегид в концентрациях 1мМ угнетает фотосинтез [Колесниченко, 1976].

Изучено действие алканалей и на клеточное дыхание. Формальдегид ингибирует окисление сукцината, глутамата, -оксиглутарата и пирувата, сопряженное с фосфорилированием [Schauenstein et al., 1977]. Кроме того, алканали подавляют АТРазу и обращение АТР электронного транспорта в митохондриальных частицах. Другие альдегиды (ацеталь, пропаналь, изобутаналь, изопентаналь) вызывают изменение окислительных процессов в митохондриях, действуя на соответствующие дегидрогеназы и метаболизм пирувата. Эти эффекты частично обратимы. Ацетальдегид необратимо ингнбирует нитрогеназу, гидрогеназу, СО2-фиксацию и рост цианобактерий Anabaena cylindrica, но не действует на светозависимое поглощение О2 [Slatyer et al., 1983].

В литературе отмечено также, что альдегиды вызывают резкие сдвиги водоудерживающей способности клеток и проницаемости цитоплазматических мембран [Рощина В. Д., Рощина В. В., 1970; Рощина, 1974]. Токсическое действие альдегидов связано с их способностью реагировать с аминными и сульфгидрильными группами белков, вызывая их конформационные изменения [Schauenstein et al., 1977]. Однако сила и характер воздействия зависят также от структуры, липофильности и полярных свойств молекул. Наиболее реакционноспособным в ряду насыщенных алканалей является формальдегид. По мере увеличения числа углеродных атомов ингибиторные свойства альдегидов снижаются [Schauenstein et al., 1977].

Учитывая многочисленные биологические эффекты, вызываемые альдегидами, можно полагать, что они играют определенную роль в аллелопатических взаимодействиях растений. Растение — донор альдегидов, действуя на белки растения-акцептора, окажется конкурентноспособным. С другой стороны, у растения-акцептора могут быть защитные механизмы от такого воздействия. Например, растения могут включать усвоенные альдегиды в свой метаболизм путем окислительно-восстановительных превращений, образуя органические кислоты и спирты [Дурмишидзе, 1977].

4.3.4. Низкомолекулярные спирты Низкомолекулярные спирты были обнаружены во многих растительных экскретах. Кроме этанола, который выделяется в неизмеримо больших количествах, чем другие спирты, были обнаружены бутанол, изобутанол, аллиловый и гексиловый спирты [Glinka, Reinhold, 1962; Ракитина, 1970].

В интактных органах яблони и целых растений вигны Vigna savi, капусты Brassica oleracea, латука Lactuca, обнаружены, кроме этаналя и ацетона, этанол, бутанол, метанол [Masquetier, Vitte, 1967]. В.П. Дадыкин с сотр. [1967] провели изучение летучих выделений тех овощных растений, которые представляются перспективными в космических полетах. На хроматографе с использованием ионизационно-пламенного детектора в составе газообразных выделений свеклы Beta vulgaris, моркови Daucus carota, томатов Solanum lycopersicum и картофеля Solanum tuberosum было обнаружено около 10 различных соединений, среди них метанол и этанол. В корневых выделениях моркови и картофеля, выращенных методом аэропоники, обнаружено вдвое меньше веществ, чем в листьях тех же растений, но они содержали пропанол [Дадыкин и др., 1967].

С помощью газовой хроматографии пары этанола были обнаружены в воздухе, извлеченном из побегов 6 видов деревьев, и в транспирацнонной воде тех же растений [Рощина,1971; 1973a; 1974a]. Низкомолекулярные спирты найдены в воздухе, выделяемом через чечевички [Чиркова, Гукман, 1972]. Кроме этанола, выделялись метанол, пропанол и бутилен. Более высокомолекулярные спирты метилбутанол, гексанол обнаружены в составе летучих выделений акации Acacia pulchella [Whitefield et al., 1981]. В выделениях калифорнийского дуба Quercus agrifolia найдены гексанол, гексенол, терпинеол и др.

[Palma-Fleming, Kepner, 1983].

Появление в газоэкскретах древесных растений продуктов анаэробного брожения обусловлено гипоксией, которая создается в тканях древесных растений вследствие условий, лимитирующих содержание O2, или зависит от структуры, определяющей транспорт этого газа. Подобные условия возникают в камбии древесных растений, который отделен от воздуха внешней корой и вторичной флоэмой. Неудивительно, что этанол обнаружен в камбии многих видов древесных пород [Kimmerer, Stringer, 1988].

Поскольку спирт также найден и в ксилемном соке, то полагают, что он освобождается из камбия с транспирационным током, В камбии тополя Populus и ряда других растений образование этанола коррелировало с высокой активностью ферментов алкогольдегидрогеназы и пируватдекарбоксилазы. Наиболее высокая активность алкогольдегидрогеназы наблюдалась в мае. Таким образом, присутствие в камбии этанола и ферментов спиртового брожения свидетельствует о том, что в условиях недостатка кислорода аэробный тип дыхания ограничен Этанол и ацетальдегид могут в анаэробных условиях появляться и в нормально аэрируемых органах растений. В специальных опытах все 50 исследованных видов древесных и травянистых растений в атмосфере азота выделяли этанол и ацетальдегид [Kimmerer, MacDonald, 1987]. У тополя Populus листья продуцировали даже больше этанола, чем корни. В отличие от древесных пород листья таких травянистых растений, как кукуруза Zea mays и соя Glycine soja, выращенных в оранжерее в атмосфере N2 индуцировали мало выше указанных продуктов анаэробиоза. Затрудненная аэрация в закрытых сосудах для культивировавшихся ткани вишни Prunus avium L. также приводила к тому, что формируемые побеги начинали выделять этилен и СО2, концентрация которого за 80 дней достигала 30 % [Righetti et al., l990]. В результате уже через несколько дней инкубации культура начинала выделять этанол и ацетальдегид.

Метанол и этанол обнаружены в плодах цитрусовых [Lund et al., 1981]. Метанол выделяется и древесными растениями [Folkers et al., 2008]. Таким образом, спирты могут выделяться многими тканями растений. Однако основная часть, по-видимому, выделяется через корневые системы. Вынос спирта через листья слабее примерно в 4 раза [Lund et al., 1981]. Накопление этанола связано с апикальными частями корня, доступ кислорода к которым затруднен из-за отсутствия межклеточников. По данным Боултона и Ериксона [Bolton, Ericson, 1970], выделение этанола через корни составляет 1/5 часть общего спирта, а через листья - 1/20. Спирт может транспортироваться из корней в листья с транспирационным током.

Значительное количество летучих веществ, в том числе и низкомолекуляриые спирты, может выделяться семенами и проростками. Выделение летучих соединений начинается с появлением корешка и остается у большинства семян на высоком уровне от 24 до 48 ч. Органические летучие вещества были определены газохроматографическим методом и составляли 5% атмосферы развивающихся семян. Этанол и метанол, наряду с другими соединениями — уксусным и пропионовым альдегидом, формальдегидом, муравьиной кислотой-, найдены в атмосфере замкнутых сосудов с семенами и проростками фасоли Phaseolus vulgaris, гороха Pisum sativum, капусты Brassica oleracea, кукурузы Zea mays, хлопчатника Gossipium sp:, огурца Cucumis sativus, редиса Raphanus sativus, тыквы Cucurbita реро, томата Lycopersicon esculentum, сосны Pinus sylvestris, ольхи Alnus sp [Vancura, Stotzky, 1976]. Полагают, что в процессе развития семени функционируют гликолиз, цикл трикарбоновых кислот и пентозофосфатный цикл. Эти процессы имеют неравное значение на всех этапах прорастания, и некоторые метаболиты, возникающие в этих реакциях, попадают в окружающую среду. Выделение спирта и альдегидов в процессе прорастания семян было подтверждено О. А. Берестецким с сотр.

[1978]. Выделение этанола, метанола и ацетона обнаружено у прорастающих семян Phaseolus vulgaris [Doireau, 1972]. В составе газообразных летучих метаболитов развивающихся семян и проростков наблюдаются качественные и количественные различия между разнообразными видами растений, а также между покрытосеменными и голосеменными растениями. Выделение спирта, по-видимому, при определенных условиях может осуществляться любыми неспециализированными клетками растений.

Так наряду с другими летучими метаболитами, этанол постоянно продуцируется тканевыми культурами растений. Этанол был обнаружен в газовой фазе культур 25 видов растений, и кроме него среди газоэкскретов были идентифицированы также СО2, этилен, этан, ацетальдегид [Thomas et al., 1979].

Накопление недоокисленных продуктов обмена связано, в основном, со слабой обеспеченностью тканей кислородом и осуществляется в реакциях гликолиза (Рис.82). В ходе гликолиза молекула глюкозы расщепляется ферментативным путем в 10 последовательных реакциях до 2 молекул пирувата. Пируват может использоваться тремя способами: 1. включаться в цикл Кребса и окисляться до СО2 и Н2О, 2. восстанавливаться до лактата в условиях анаэробиоза, 3. превращаться до этанола и СО2. При сочетании условий, способствующих протеканию гликолиза,— ограничение доступа воздуха и благоприятная температура — в тканях накапливается спирт, а также молочная кислота.

Продуцирование большого количества молочной кислоты редко встречается у растений.

Ее накапливают только некоторые виды, например горох Pisum sativum, картофель Solatium tuberosum, рис Oryza sativa, пшеница Triticum vulgare, капуста Brassica oleracea, в результате молочнокислого брожения. Процесс спиртового брожения начинается с расщепления пирувата на СО2 и уксусный альдегид, который восстанавливается с участием НАДН и алкогольдегидрогеназы, образуя спирт. Уксусный альдегид в Pиc. 82. Образование ацетальдегида, этанола и лактата в условиях гипоксии (Fagerstedt, Crawford, 1986].

результате дисмутации, присоединяя кислород воды, частично окисляется до уксусной кислоты. Водород из восстанавливаемого при этом НАД может переходить на оставшийся уксусный альдегид, снова образуя спирт. Образующийся тем или иным путем спирт не является конечным продуктом. Быстро включаясь в обмен, он может вступать в реакции цикла Кребса. Добавленный этанол превращается в соединения типа органических кислот, аминокислот, сахаров, летучих соединений, липидов, и т.д.

Отмечалось, что спирт, введенный в плоды помидоров Lycopersicon esculentum, связывается тканью и претерпевает глубокие превращения, сопровождающиеся образованием углекислоты и этилена [Гринева, 1975]. Несмотря на существование у растений спиртового брожения в аэробных условиях, накопление спирта связано, в основном, со слабой обеспеченностью тканей кислородом [Horton, 1985].

Биологические эффекты спиртов изучены недостаточно. Однако полагают, что спирты оказывают влияние на физиологические процессы только в относительно высоких концентрациях. Это подтверждается проведенными опытами [Petruzzelli, 1984], в которых показана стимуляция прорастания семян сосны аллепской Pinus halepensis в темноте 0,5-1 %-м этанолом. Стимулирующее действие других спиртов на семена Rumex crispus наблюдалось при концентрации метанола 0,5—2,0 М и пропанола 0,03—0,3 М [Taylorson, 1984]. Однако по другим данным [Taylorson, 1984]. ацетальдегид и этанол (0,1 М) ингибировали прорастание тех же семян. Метанол в концентрации 1-4 % стимулировал образование лимонной кислоты грибом Aspergillus niger, но снижал рост культуры гриба [Georgieva, Aleksieva, 1990] Ингибирующее действие спиртов на клетки и ткани растений отмечено Перата с сотрудниками [Pеrata et al., 1986] в опытах с этанолом, который в концентрации 8,5 мМ подавлял на 50% рост дисков топинамбура Helianthus tuberosus, снижал жизнеспособность протопластов, изолированных из культивируемых клеток моркови Daucus carota, и в концентрации 10 мМ в 10 раз снижал скорость эмбриогенеза по сравнению с контролем.

Известно также, что высокие концентрации спиртов и кетонов - метанола, этанола, пропанола, бутанола и ацетона - оказывают влияние на энергетические процессы, стимулируя АТРазную активность сопрягающего фактора при фосфорилировании [Токсобаева и др., 1987].

4.3.5. Летучие амины Аминоидные соединения способны выделять как неспециализированные, так и специализированные секреторные клетки (см. также разделы 2.3.2 и 3.10). Летучие амины

- метиламин, этиламин, n-пропиламин, изопропиламин - выделяются в процессе роста растений, находящихся на низших ступенях эволюционной лестницы. Амины выделяются также клетками различных зеленых водорослей и цианобактерий [Клоченко и др., 1990].

Летучие амины в газоэкскретах высших растений легко обнаруживаются с помощью фильтровальной бумаги, смоченной НС1. В присутствии аминов виден белый туман, образованный солями аммония и соляной кислотой.

С выделением легколетучих соединений связан аромат цветков, который выполняет функцию аттрактанта для насекомых опылителей и помогает им распознавать определенные виды цветков, чей нектар или пыльца им нужны. Летучие амины, например, обнаружены в конденсатах цветков некоторых видов семейства Агасеае (Табл. 22). Среди них идентифицировано 16 соединений. Отдельные виды растений отличаются по составу аминов. Аромат цветков семейства Агасеае обусловлен несколькими аминами и свободным аммиаком. Особенный интерес представляет присутствие у Hydrosme rivieri гистамина, который является биогенным медиатором у животных и растений и его содержание составляет 1 мкл/мл. Аромат колдовской лилии Sauromatum guttatum необычен тем, что в одном и том же цветочном запахе есть как сладкий компонент, так и запах гниения, идущие из разных частей цветка [Skubatz et al., 1995]. Сладковатые ароматы, как и многие другие запахи цветков, состоят из терпеноидов, включая лимонен и

-пинен. Запах гниения также создается аминами и свободным аммиаком. Интересно, что сладкий аромат распространяется маленьким булавовидным органом у трубки покрывала соцветия, тогда как гнилостный запах - самим соцветием [Robacer et al., 1988].

Таблица 22. Летучие амины в конденсатах выделений цветков растений семейства Araceae [Smith, Meeuse, 1966].

–  –  –

Многие аминоидные соединения ароидных растений (Табл.23), обладающие неприятным запахом разлагающегося белка, играют существенную роль в привлечении насекомых опылителей и навозных жуков Таблица 23. Состав запахов цветков при цветении ароидных растений (сем. Araceae) [Robacer et al., 1988].

–  –  –

Helleborus foetidus и ароник пятнистый Arum maculatum, боярышник колючий Crataegus oxyacantha и др. Анализ пахучих веществ этих растений выявил в их составе моноамины от метиламина до гексиламина (Рис. 83).

Рис.83. Компоненты неприятного аминоидного запаха.

Компонентами смеси с неприятным запахом являются также скатол, индол и алифатические органические кислоты.

Основной путь образования аминов состоит в декарбоксилировании соответствующих аминокислот, например изоамиламина из лейцина, изобутиламина из валина и т. д. Летучие амины могут снова вовлекаться в обмен и использоваться в качестве строительного материала при синтезе различных азотистых соединений.

Особенно легко они используются для синтеза алкалоидов [Кретович 1971; Wink, 1998].

4.3.6. Окись углерода.

Выделение окиси или монооксида углерода СО (см. раздел 2.2.3) впервые было обнаружено при анализе газового состава пневмоцист бурых водорослей [Langdon, 1917].

В 50-е годы способность выделять монооксид углерода (его также называют угарным газом) обнаружена y водорослей [Chapman, Tocher, 1966] и у высших растений [Wilks, 1959; Bauer et al., 1979]. В Табл. 24 приведены количественные данные по выделению СО высшими растениями и показано, что листья выделяют больше окиси углерода, чем стебли. Экскреция СО необязательно свидетельствует о стрессе. Это явление часто происходит в нормальных для растения условиях на свету и в присутствии кислорода.

Однако в 1987 году было показано [Siegel, Siegel, 1987], что грибы Agaricus (шампиньоны), семена и проростки покрытосеменных растений способны выделять окись углерода в темноте при выдерживании их в атмосфере с низким содержанием кислорода и высоким - двуокиси углерода (Табл.25). В настоящее время мы обладаем некоторыми сведениями о путях образования окиси углерода в растениях [Fisher and Lttge, 1978; Tarr et al., 1995]. Этот газ образуется на свету [Fisher and Lttge, 1978; Seiler et al., 1978; Tarr et al., 1995] и в темноте, а также без участия ферментов, так как нагревание ткани не

–  –  –

выделение [Loewis, Delwiche, 1963]. На свету продукция монооксида углерода существенно выше у морских водорослей Rhodophyta, Chlorophyta, Phaeophyta по сравнению с темнотой [King, 2001]. CO образуется и сухими хранящимися семенами [Whittle et al., 1994].

–  –  –

Источником окиси углерода в растениях могут быть фенольные вещества (галловая кислота, пирогаллол) в тканях люцерны Medicago sativa и жостера Zostera marina [Loewis, Delwiche, 1963], аминокислота серин - у Physalis physalis [Wittenberg, 1960], аминолевулиновая кислота – у сине- зеленых бактерий [Troxler, Dokos, 1973]. В небольших количествах СО обнаруживается во фракции изолированного хлорофилла [Wilks,1959]. Это похоже на то, что происходит у млекопитающих, где выделение окиси углерода объясняют окислением метильных групп в молекуле гемоглобина придобавлении аскорбиновой кислоты [Sjstrand, 1952]. В модельных опытах показано выделение СО при энзиматической деградации рутина [Simpson et al., 1960]. Монооксид углерода рассматривается как мощный мессенджер, активатор гуанилатциклазы, которая контролирует уровень циклического ГМФ в клетке [Verma et al., 1993].

По данным Циммермана и др. [Zimmerman et al., 1978] растения непосредственно выделяют в атмосферу 0, 2- 2,0 x 1014 т СО в год. Еще большее количество этого газа 4,2x 1014 т образуется в атмосфере при окислении выделяемых растениями изопрена и терпеноидов. При этом необходимой стадией превращения изопрена является образование формальдегида НСО, который под действием света разлагается с образованием СО.

Окисление терпеноидов наблюдается при атаке озоном или свободными радикалами и происходит по двойным связям [Roshchina V.V. and Roshchina, V.D., 2003]. Терпеновые кольца при этом могут распадаться на сегменты, что приводит к образованию короткоцепочечных альдегидов, из которых затем образуются окись углерода и [Zimmerman et al., 1978].

На свету окись углерода может ассимилироваться [Krаll, Tolbert, 1957; Chappelle, Krall, 1961], при этом метка С обнаруживается в серине и глицине [Delwiche, 1970].

Предполагается, что растения играют важную роль в очистке атмосферы от окиси углерода.

4.3.7. Окислы азота и аммиак Азот из растений может выделяться в виде летучих оксидов NО3, NО2 и NО как в нормальных условиях, так и при стрессе. [Dean and Harper, 1989], а также в виде аммиака.

В растениях оксиды восстанавливаются до аммиака NО3 - NO2- NH3 при участии нитрат- и нитритредуктаз, а донорами электронов в этих реакциях могут быть НАДН, НАДФН и восстановленный ферредоксин.

В 1979 году Клеппер [Klepper,1979] показал, что заметное количество окислов азота выделяется из листьев сои Glycine soja, обработанных гербицидами, которые ингибируют фотосинтез. Гербициды блокировали светозависимое восстановление NO2, но не подавляли восстановление NО3-. В результате этого в растении накапливается и выделяется двуокись азота. Образование NО, как полагает Клеппер [1979] идет за счет химической реакции аккумулироваиного NO2 с растительными метаболитами. Выделение монооксида азота листьями сои было показано позднее и рядом других авторов [Wei et al., 1987]. Харпер [Harper, 1981] считает, что выделение NО есть результат энзиматического восстановления двуокиси азота. Доказательством является тот факт, что при инфильтрации в лист NO2- в качестве субстрата и кипячении NO не выделяется, в то время как некипяченые инфильтраты его выделяют. Другое доказательство связано с получением мутантов сои, у которых не выделяются окислы азота, вследствие отсутствия нитратредуктазы [Nelson et al., 1983]. Количественное определение оксидов азота методом газовой хроматографии и масс-спектрометрии показало, что выделяющаяся окись азота NO составляет до 30-40 мкг общего азота, а за сезон 45 кг азота на 1 га в полевых условиях [Mulvaney,1984]. Значение газоэкокреции оксидов азота для жзнедеятельнооти растения пока неясно, поскольку этот процесс связан с потерей для растения абсолютно необходимого элемента питания. NO рассматривается как вторичный мессенджер, способный регулировать количество циклических нуклеотидов в клетке [Wojtaszek, 2000].

Растения, растущие в нормальном воздухе, могут выделять аммиак [Farquhar et al., 1979]. Были проведены опыты с зерновыми культурами, которые выделяли этот газ при старении даже тогда, когда они были фотосинтетически активны (Табл. 26). Хоган с сотр.

[Hogan et al., 1983] обнаружили в тканях листьев сои Glycine max и пшеницы Triticum Таблица 26. Выделение аммиака из листьев кукурузы Zea mays [Farquhar et al., 1979].

–  –  –

vulgare активную уреазу (КФ 3.5.1.5), которая катализирует реакцию образования аммиака из мочевины. Активность уреазы увеличивалась под действием этанола, пропанола и изопропанола. Максимальная скорость выделения аммиака - 34 мкмоль/г сырой массы с у сои Glycine soja под влиянием n-пропанола (контрольная скорость 7,40) и 12 мкмоль/г сырой массы с у - пшеницы Triticum vulgare (контрольная скорость 2,57).

Биологические эффекты аммиака еще в достаточной мере не изучены. По данным Прутенской и др. рост концентрации аммиака в среде с до [1967], 0,096 2,4% снижает дыхание проростков кресс-салата Lepidium sativum практически до нуля.

Изменения, по мнению авторов, носили неспецифический характер, и в их основе лежали нарушения проницаемости клеточных мембран. Однако в природных условиях концентрация NH3 в воздухе не достигает токсических величин.

4.3.8. Водород и сероводород Сведения о выделении водорода растительными клетками появились с начала 40- х годов двадцатого века в работах с зелеными водорослями [Gafron, Rubin, 1942] и изолированными хлоропластами [Бойченко, 1946]. Этот эффект наблюдался и на свету и в темноте в атмосфере азота при отсутствии СО2. Выделение Н2 зелеными листьями на свету было обнаружено методом газовой хроматографии (Санадзе, 1961б]. Существовало сомнение в правильности толкования результатов эксперимента. Предполагалось, что водород является продуктом метаболизма не самих растений, а бактерий, им сопутствующих. Однако семена ржи Secale cereale и проростки, выращенные из них в стерильных условиях, также выделяли водород на свету [Renwick et al., 1964].

Не вполне ясен механизм этого явления. В работе Е. А. Бойченко [1946] на изолированных хлоропластах было показано, что образование Н2 совершается с помощью гидрогеназы путем ферментации глюкозы. Однако на свету выделение водорода хлоропластами могло происходить и без участия гидрогеназы [Мальцев и др., 1986]. Е. А.

Бойченко (1946] предположила, что в отсутствие углекислоты водород идет не на ее восстановление, а выделяется в свободном виде. Сейчас считается, что и стрессовые воздействия могут вызвать отклонения от нормального пути переноса электронов и протонов при фотосинтезе. В том случае, когда повреждена фотосистема 1 или ее компоненты и не идет фотовосстановление НАДФ+, основной сброс электронов происходит по альтернативному пути [Мальцев и др., 1986]. Соотношение между альтернативным (стрессовым) и основным путем, видимо, может меняться, так как имеет место не только выделение, но и поглощение водорода на свету. На мутантах Chlamydomonas, лишенных фотосистемы 1, наблюдается выделение этого газа [Greenbaum et al., 1995].

Круг изученых растений, чьи хлоропласты выделяют водород, пока небольшой:

горох Pisum sativum, марь белая Chenopodium album, яснотка Lamium album, кукуруза Zea mays, пшеница Triticum vulgare, шпинат Spinacia oleracea [Мальцев и др., 1986]. Сходство механизма образования Н2 хлоропластами и зелеными водорослями подтверждает возможность эволюционного симбиогенеза одноклеточных водорослей и эукариотных гетеротрофных клеток. Предполагается, что в основном источником водорода является фотосинтез. К настоящему времени механизм образования водорода в большей мере известен для фотосинтезирующих бактерий и некоторых водорослей [Антал и др., 2001;

Antal et al., 2009; 2010]. Показано участие гидрогеназы в этом процессе по схеме :

2 Н+ + 2 Х восстановленный 6 Н2 + 2 Х окисленный (Х – переносчик электронов, вероятно ферредоксин) В реакции участвует фотосистема 1. У преобразующих серу микроорганизмов в этом процессе принимает участие и фотосистема 2.

В выделениях растений находят также сероводород Н2S [Kindermann et al., 1995;

Riemenschneider et al., 2005]. Например, листья тыквы выделяют этот газ как результат отщепления из аминокислоты о-ацетилсерина [Rennenberg, 1983]. Ранее предполагали, что сероводород выделяется только при разложении мертвой ткани. Однако сероводород выделяют и живые побеги хвойных растений, такие как Pinus sylvestris, Picea abies и Picea pungens [Kindermann et al., 1995]. Н2S может стимулировать прорастание семян пшеницы и смягчает стресс, вызванный солями меди [Zhang et al., 2008].

4.3.9. Озон Озон газ, образующийся из кислорода воздуха под действием (О3) – (О2) ультрафиолетовой радиации, оказывает влияние на состав компонентов атмосферы и является мощным окислителем газов, экскретируемых растениями [Roshchina V.V, Roshchina V.D., 2003]. О3 возникает при диссоциации кислорода, образуемого при фотосинтезе растениями:

УФ- радиация O2 О + О [O] + O2 + М О3 В процессе диссоциации обычного кислорода воздуха под влиянием ультрафиолетовой радиации (200-320 нм) вначале образуется атомарный кислород, который при ассоциации с двухатомным кислородом в присутствии любых частиц (М) превращается в озон. О3 может возникать в любых процессах, где возникает атомарный кислород, в том числе в биологических системах. Например, в Институте проблем химической физики РАН под руководством профессора Шилова [Джабиев и др., 2005 а,б] удалось показать образование озона на свету фотосинтезирующими водорослями. В присутствии катализатора марганца хлоропласты были способны образовывать озон, поскольку при окислительных процессах часто образуется атомарный кислород. Открыто не известное ранее шестиэлектронное окисление воды до озона в присутствии марганца при освещении видимым светом красных морских водорослей Polysiphonia и Phyllophora nervosa [Джабиев, Куркина, 2007]. По-видимому, в этом процессе участвует фотосистема 2.

Выделения растений (особенно концентрировано в лесах) могут также участвовать в образовании озона, поскольку при грозовых электрических разрядах образуется атомарный кислород. Таким образом, растения могут продуцировать озон, хотя и в небольших количествах по сравнению с его концентрациями, возникающими при загрязнении воздуха в результате выбросов промышленности и автотранспорта [Roshchina, Roshchina, 2003].

Озон и его производные реактивные формы кислорода (перекись водорода, супероксиданион радикал, гидроксил радикал и др. свободные радикалы) являются мощными окислителями и вступают в разнообразные реакции с растительными клетками.

Подробный материал по этому вопросу приводится в специальной монографии [Roshchina V.V. and Roshchina V.D., 2003].

4.4. ЗНАЧЕНИЕ ГАЗОЭКСКРЕЦИИ Физиологическая роль газоэкскреции растений неоднозначна. Очевидно, что общее значение выделения летучих веществ, как и нелетучих, состоит в удалении из организма излишних (альдегиды, спирты и др.) или токсичных (компоненты распада мембран — предельные углеводороды, аммиак) продуктов обмена. Выделения углекислого газа и создание анаэробных условий в ризосфере может быть важным фактором стимуляции роста растений летучими соединениями как соседних растений, так и сопутствующих микроорганизмов. Благодаря образованию мини-теплицы в почве выделения ризосферы, содержащие повышенные концентрации СО2, ускоряют рост растений, например Arabidopsis thaliana [Kai., Piechula, 2009].

Более специфической является защитная функция газоэкскреции. Так, известно, что газоэкскреция тесно связана с транспирацией, процессом, защищающим растение от перегрева. Летучие низкомолекулярные терпены и эфирные масла в составе паров могут влиять на скорость транспирации. Так показано, что при действии низкомолекулярных терпенов снижается скорость испарения воды листьями. Низкие концентрации летучих эфирных; масел (эвкалиптового, мятного, гвоздичного, тминного) стимулировали транспирацию фасоли Phaseolus vulgaris и подсолнечника Helianthus annuus, а в более высоких—тормозили [Polova, Vicherkova, 1986]. Действие паров эфирных масел проявлялось тем сильнее, чем ниже была влажность воздуха. Предполагаемый механизм такого явления состоит в регуляции закрывания или открывания устьиц [Polova, Vicherkova, 1986]. Таким образом, газоэкскреция — одно из проявлений адаптации к почвенно-климатическкм условиям.

Защитная роль летучих продуктов ярко проявляется в случаях филогенетических приспособлений к привлечению или отпугиванию насекомых. Это особенно относится к запаху цветков [Dudareva and Pichersky, E. (Eds). 2006. Biology of Floral Scent]. Большое разнообразие веществ найдено в цветочных экскретах [Knudsen, Gershenson, 2006].

Низкомолекулярные терпены, выделяемые цветками, являются сигналом, привлекающим насекомых-опылителей к растениям [Kullenberg, Bergstrom, 1975]. Некоторые токсичные терпены могут отпугивать нападающих насекомых. Таким образом, секретируемые терпеноиды служат обонятельными и вкусовыми репеллентами [Васильев, 1977; Харборн, 1985; Dudareva and Pichersky, 2006]. Терпеноиды, отпугивающие насекомых, могут ингибировать рост и развитие их личинок. Эллигер и др. [Elliger et al., 1976] обнаружили, что присутствующие в цветках подсолнечника Helianthus annuus два летучих дитерпена — кауреновая и трахилбановая кислоты — угнетают рост и вызывают гибель личинок некоторых Lepidoptera. В Табл. 27 показано физиологическое действие других терпеноидов, секретируемых железистыми волосками.

Таблица 27. Эффекты летучих терпеноидов по: [Kelsey et al., 1984] Вещество Эффект

–  –  –

Интересно отметить, что некоторые насекомые термиты, подобно растениям, также секретируют в качестве средств защиты от хищников и конкурентов смеси ди- и сескви-, а также монотерпеновых соединений. Среди последних основным компонентом является пинен, до 90 % и около 10% сабинена, лимонена итерпинолена [Everaerts et al., 1990].

Однако большая фракция дитерпенов не была идентифицирована.

В биохимическом взаимодействии растение-растение, составляющем предмет аллелопатии, также, по-видимому, определенную роль могут играть летучие терпеноиды.

Так Муллер с соавторами [Muller et al., 1969] объясняют ингибирующее влияние кустарников шалфея Salvia sp. на окружающие травы выделением терпеновых токсинов цинеола и камфоры. Проявление таких эффектов зависит от концентрации. Угнетение роста наблюдается при повышенных, «стрессовых» концентрациях газоэкскретов.

Внутри и вне растения имеет место сигнализация с помощью летучих веществ, которая ведет к индукции первичного ответа на газообразный сигнал. Растение отвечает на атаку некоторых животных выделением органических соединений, которые могут привлекать артропод или наоборот отпугивать травоядных [Heil and Bueno, 2007]. Такие летучие соединения воспринимаются как сигналы об атаке и соседними растениями, и они тоже, учитывая возможный риск подобной атаки, включают защитные механизмы против поедания травоядными животными. Например, запах от поврежденных жуками стеблей фасоли лима Phaseolus limens укрепляет защиту контрольных воспринимающих растений и усиливает их рост [Heil and Bueno, 2007]. Более того, экстрафлоральный нектар листьев неповрежденного растения, воспринявшего газообразный сигнал, уже содержит вещества защиты, часто тоже летучие. Таким способом может осуществляться и сигнализация внутри биоценоза.

Анализ состава газообразных экскретов из растений (особенно содержания терпенов и метанола) может иметь и диагностическое значение, как для оценки физиологического состояния индивидуального растения, так и в экомониторинге фитоценоза [Niinemets et al., 2004; Noe et al., 2006; Harley et al., 2007; Hve et al., 2007].

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Легколетучие соединения и газы попадают в окружающую среду путем диффузии по градиенту концентрации между живыми клетками растений и окружающим воздухом. Основные пути газоэкскреции — устьица, чечевички в одревесневших побегах, эпидермис и кутикула живых клеток.

В состав воздушных выделений входят все легколетучие соединения, экскретируемые, как железистыми, так и неспециализированными клетками. Поскольку улавливание, концентрирование и анализ таких соединений легче, чем изучение состава секретов отдельных структур или клеток, то они изучены с большей полнотой. Состав экскретируемых растением газов оказался весьма разнообразным, он включает в себя представителей разных классов соединений и насчитывает множество индивидуальных веществ. Анализ газоэкскретов проводился в транспирационных конденсатах, в которых наряду с легколетучими органическими веществами обнаружены водно-солевые частицы.

Состав паров внутри тканей растения может существенно отличаться от экскретируемых газов, поскольку выделение зависит от летучести вещества и его способности адсорбироваться на клеточных оболочках. Наиболее бедными по разнообразию обнаруженных соединений являются газоэкскреты корней, а наиболее богатыми — выделения цветков, которые нередко включают до 50 и более различных соединений одновременно. Преобладание в летучих соединениях тех или иных органических веществ существенно зависит от вида и семейства растения, фазы его развития и окружающих условий — температуры, освещенности, времени года и др. Общий выход газоэкскретов за период вегетации растений может составлять до 4% сухой массы.

Выделяющиеся газы являются продуктами активного метаболизма растений. Для характеристики путей образования некоторых из них внутренними неспециализированными клетками важное значение имеет состав внутренней газовой среды. Высокая концентрация двуокиси углерода, которая особенно велика в побегах и листьях во время жаркой погоды и недостаточного водоснабжения, способствует развитию анаэробных процессов, в результате которых накапливаются недоокисленные продукты обмена. Так альдегиды и спирты рассматриваются как продукты анаэробного дыхания (гликолиза), другие вещества образуются в аэробных процессах - цикле трикарбоновых кислот и пентозофосфатном цикле. Некоторые непредельные углеводороды являются продуктами промежуточного обмена с участием ацетил-КоА, а предельные углеводороды — продуктами перекисного окисления жирных кислот.

Большинство терпеноидов синтезируются на свету в хлоропластах с участием ацетил КоА и образованием общего предшественника — изопентилпирофосфата.

Существенной проблемой является изучение биологических эффектов выделяемых соединений. Оно сильно осложняется, когда не одно соединение, а несколько или много действуют на один и тот же биотест. В этом случае возможно как взаимное усиление, так и ослабление токсического действия. Кроме того, в прижизненных выделениях биологически активные соединения присутствуют в очень малых количествах. Так масса летучих веществ, улавливаемых в транспирационной воде, недостаточна, чтобы вызвать значительный биологический эффект — ускорить или замедлить прорастание семян, изменить скорость движения цитоплазмы, разрушить цитоплазматическую мембрану и т.д.

В природных условиях они, возможно, проявляют свое действие другим путем:

оказывают влияние на микрофлору воздуха, содержание легких ионов, являются репеллентами или аттрактантами. Насекомые, например, реагируют не только на отдельное химическое вещество, но и на весь комплекс вкусовых, обонятельных, зрительных и других ощущений от растений, и эти факторы, даже безвредные в чистом виде, синергически взаимодействуют между собой, взаимно усиливая отпугивающий эффект [Berenbaum, 1985].

В целом изучение биологических эффектов экскретов требует пристального внимания, так как это ключевой вопрос взаимодействия организмов в системах растение—животное и растение—растение в биоценозах.

Глава 5. ВЫМЫВАНИЕ Выделение водорастворимых веществ в значительной мере определяется особенностями строения растительных клеток, которые отграничены от окружающей среды двумя структурами: целлюлозно-пектиновой оболочкой и плазматической мембраной.

В данной главе мы рассмотрим особенности строения клеточной стенки, от структуры которой зависит процесс вымывания, состав выделяемых соединений и механизм их извлечения.

5.1. КЛЕТОЧНАЯ СТЕНКА КАК ФАЗА ВЫМЫВАНИЯ

Структура, химический состав и физиологическая роль оболочек растительных клеток детально анализируется в работах ряда авторов [Фрей-Висслинг, Мюллеталер, 1968;

Мирославов, 1974; Holloway, 1982 a,b; Jeffree, 1986; Горшкова, 2007; Keegstra, 2010].

Стенки эпидермальных клеток, из которых вымываются выделившиеся в процессе секреции вещества, имеют сложную организацию (рис. 84). Как известно, они, Рис.84. Структура клеточной стенки [Jeffгее, 1986].ЭВ — эпикутикулярныи воск, КСП — кутикулярный пластинчатый слой, КС — кутинизированный слой, ПС — пектиновый слой, КЛС — клеточная стенка, ЭД — экзодесма, ПЛ — плазмалемма в основном, состоят из целлюлозы, гемицеллюлоз, пектинов и гликопротеидов. Молекулы целлюлозы строго упорядочены и объединены в микрофибриллы, из которых состоит каркас клеточных стенок. Размер межмицеллярного и межфибриллярного пространства, доступного для диффузии, составляет от 1 до 10 нм, что значительно превышает размеры многих веществ, транспортируемых из растений [Люттге, Хигинботам, 1984]. Размеры межмицеллярных пространств могут быть уменьшены за счет веществ матрикса (пектин), тем не менее, вода и растворенные вещества способны перемещаться в этих промежутках.

Для перемещения солей большое значение имеет химическая структура пектина, состоящего из цепочек полигалактуроновой кислоты, у которой ряд карбоксильных групп этерифицирован метоксигруппами. Свободные карбоксильные группы создают отрицательные фиксированные заряды в клеточных стенках. В состав клеточных стенок входят и белки экстенсины извилистые, обогащенные гидроксипролином

– гликопротеины, которые выделяются в клеточные стенки и образуют пересекающиеся сети, определяя рост клетки растяжением. Их экскреция показана в культуре клеток табака [Kawasaki, 1991]. Гликопротеины клеточной стенки доставляются в секреторных пузырьках к местам их локализации в оболочке [Keegstra, 2010]. Белковая фракция оболочки (гликопротеиды) также имеет отрицательные фиксированные заряды. Поэтому анионы проходят по свободному пространству с трудом, а катионы, наоборот, притягиваются отрицательно заряженными клеточными стенками. Таким образом, транспорт веществ через оболочку определяют поры в целлюлозном каркасе и фиксированные электрические заряды ионных групп материала матрикса.

Существенное значение для вымывания веществ имеет и состояние поверхностных структур оболочки, и прежде всего кутикулы, которая представляет собой последовательно расположенные слои разной морфологической структуры (Рис.84). Обычно кутикула состоит из трех слоев. Наружный поверхностный слой представляет собой воск и называется эпикутикулярным слоем. Под ним лежит собственно кутикулярный пластинчатый слой, который может быть разной толщины. Например, у кливии Clivia miniata он составляет 0,5—1 мкм, а у повилики Cuscuta campestris — 30—40 мкм [Jeffree, 1986]. Пластинчатый кутикулярный слой часто погружен в воск [Гудвин, Мерсер, 1986].

Последний внутренний слой кутикулы представляет собой смесь кутина, воска, полисахаридов клеточной стенки и, возможно, следов белка. Этот слой примыкает к пектиновой прослойке, которая эквивалентна срединной пластинке и служит ее продолжением.

Кутин - основной полимер кутикулы. Он состоит из сложной смеси жирных гидрооксикислот, связанных вместе эфирными связями в трехмерную структуру. Из кислот наиболее часто встречаются 10,16-дигидроксигексадекановая кислота и ее изомеры. Менее распространены C14 тригидроксикислоты, например, как у агавы Agava americana и шпината Spinacia oleracea. У голосеменных растений подобные кислоты отсутствуют [Holloway, 1982 b]. Следует отметить, что у разных видов растений структура и состав кутина могут значительно отличаться. Однако ряд физических и химических свойств кутинов одинаковы.

Все они устойчивы к химическим разрушителям, кислотному гидролизу и окислителям, а в щелочной среде гидролизуются.

Эпикутикулярные воска образуют на поверхности кутикулы гладкую или аморфную пленку с включением кристаллических структур различной формы в виде трубок, волокон, пластинок, лент, палочек, гранул неопределенной формы [Jeffгее, 1986]. Трубчатые типы восков присутствуют у большинства растений и состоят из асимметричных вторичных спиртов, преимущественно n-нонакосан-10-ола и его гомологов и -дикетонов, таких, как гентриаконтан-14,16-дион и тритриаконтан-16,18-дион. Воска растворяются только в очень неполярных растворителях: бензине, гексане, хлороформе. Значение эпикутикулярных восков состоит в защите от излишнего испарения. Удаление их повышает проницаемость для воды в 500 раз [Люттге, Хигинботам, 1984]. У многих голосеменных и ряда покрытосеменных, например подбела Andromeda polifolia, восковые филаменты частично блокируют устьица, чтобы прекратить доступ жидкой воды во внутреннее воздушное пространство [Jeffree, 1986]. Так как транспирация происходит и через кутикулу с эпикутикулярным воском, кутикула не может быть полностью непроницаемой для гидрофильных частиц. Проницаемость растительных кутикул для воды изучал Бекер [Becker et al., 1986]. На изолированных кутикулярных мембранах 10 видов древесных и кустарниковых пород было продемонстрировано, что с увеличением толщины кутикулы повышаются проницаемость для воды и диффузионные коэффициенты. Поэтому тонкие кутикулы оказываются более эффективными водными барьерами, чем толстые. Возможно, что это связано не только с рыхлым расположением структурных элементов, но и с содержанием в мембранах воды, которая также является важным компонентом клеточной стенки и образует часть гелеобразной структуры пектинов. Поэтому изменения в содержании воды в клеточной стенке вызывают обратимые изменения в структуре матрикса и степени взаимодействия между микрофибриллами и матриксом. Вода играет роль также растворителя и химического реагента [Гудвин, Мерсер, 1986]. Как растворитель она оказывает влияние на проницаемость клеточной стенки для других молекул и ионов. Чем больше воды в стенке, тем выше ее проницаемость. Как химический реагент она участвует в гидролизе гликозидных связей. Таким образом, наиболее сложным участком оболочки, который приходится преодолевать воде и растворенным веществам, являются кутикула с отложенным на ней воском.

Однако, по мнению многих авторов, кутикула легко проницаема для различных веществ. Полагают [Schnepf, 1964; Мирославов, 1974; Васильев, 1977], что передвижение воды и водорастворимых метаболитов происходит через дендриты, которые состоят из пектина [Schnepf, 1964], являющегося гидрофильным веществом. Ряд авторов [Mueller, Carr, 1954] приходят к выводу, что в кутикуле имеются субмикроскопические поры. Это подтверждается экспериментами, в которых с помощью коллодиевых отпечатков изучали структуру поверхности листа [Hall, 1967]. Возможно также, что поры имеются на стыках между клетками. Д. И. Колпиков [1969] сообщил, что ему удавалось с помощью микроскопа в природной обстановке наблюдать за секрецией через такие поры жидкости и пузырьков газа.

К.Н. Голик [1965] высказал предположение, что во внеустьичном газо- и водообмене принимают участие экзодесмы, которые хотя и не проходят сквозь кутикулу, но, возможно, представляют собой нити, по которым направляются вещества, выделяемые затем через кутикулу. Извлечение веществ, конечно, зависит и от наличия воскового налета на покровных тканях листьев, так как он определяет смачиваемость поверхности листа. Кроме того, на эпидермисе листьев располагаются многочисленные волоски разной степени сложности, которые затрудняют диффузию воды, извлекающей метаболиты. Все изложенные выше закономерности структуры поверхности эпидермы относятся к наружным оболочкам основных эпидермальных клеток, но сохраняют свое значение и для секреторных органов — трихом, так как все они в конечном итоге эпидермального происхождения.

Выделение воды и, соответственно вымывание различных веществ, происходит из всех органов растений, и, в основном, из эпидермальных тканей, включая железистые волоски [Lauter and Munns, 1986]. Процессы выделения из корней отличаются от вымывания из надземных органов растений, поскольку, чтобы выделиться из корня, вещества должны пройти только через клеточную стенку, не имеющую кутикулы.

При вымывании метаболитов из растения прежде всего удаляются вещества, находящиеся в свободном пространстве клеток и непосредственно не контролируемые клеточными мембранами. Выделение осуществляется по законам диффузии и большинством авторов рассматривается как пассивный процесс, обусловленный разностью концентраций.

Однако высказываются мнения, во всяком случае, относительно корневых систем, что выделение может осуществляться как чисто диффузионным путем, так и с помощью активного механизма, функционирующего за счет энергии метаболизма [Гринева, 1975].

Тьюки и Морган [Tukey, Morgan, 1964] показали, что в первые часы выход веществ из клеток происходит быстрее, чем в последующие часы. Кроме того, при продолжительном промывании выделяется катионов больше, чем их первоначально содержалось в листьях растений. За 24 ч из листьев может быть вымыто трех-восьмикратное количество Са2+ [Tukey, Morgan, 1964]. Это свидетельствует о том, что вначале вещества извлекаются из свободного пространства, а по мере их удаления эта зона пополняется продуктами, выходящими из протопласта клеток [Курсанов, 1976]. Вслед за этим происходит перераспределение метаболитов по всему растению. Листья и корни, из которых удалена значительная часть водорастворимых соединений, вследствие вымывания пополняются ими из других частей растения [Курсанов, 1976]. Вымывание и перераспределение веществ связано с изменением проницаемости прежде всего цитоплазматической мембраны — плазмалеммы. Это может происходить, например, при удалении двухвалентных катионов. Такой же результат может быть получен при дожде, если ему предшествовала засуха, так как в этих условиях листья подвергаются осмотическому и температурному шоку [Шаповалов, 1973].

Внутренней цитоплазматической мембраной клетки является тонопласт, проницаемость которого, возможно, при дожде также изменяется. Выделение некоторых веществ, обнаруживаемых в смывах с листьев, по-видимому, связано с повышением проницаемости именно этой мембраны. Имеются экспериментальные данные, которые могут быть истолкованы как косвенные доказательства в пользу возможного выхода, например, фенольных соединений из вакуоли без разрыва тонопласта [Стом, 1979].

5.2. ВЫЩЕЛАЧИВАНИЕ СОЛЕЙ Листья, молодые побеги, корни, плоды, цветки при смачивании их водой легко теряют минеральные соединения. Это явление получило название экзоосмоса, или выщелачивания.

Тьюки и Морган [Tukey, Morgan, 1963] исследовали выщелачивание у 180 видов лиственных и хвойных пород. Растения были способны выделять в воду все макро- и микроэлементы, содержащиеся в них. Авторы приходят к выводу, что практически любое растение способно к выщелачиванию. Применение радиоизотопов позволило установить, что минеральные элементы вымываются в следующей последовательности: Na Mn Са Mg S K St Fe Zn P Cl [Tukey et al., 1958]. Листовые выделения, по-видимому, часто имеют щелочную реакцию среды, что объясняется наличием в экссудатах листьев карбонатов и бикарбонатов Mg и К [Harr et al., 1984]. Из 20 исследованных представителей семейства Malvaceae по крайней мере у 19 на одной из поверхностей листа, верхней или нижней, отмечен рН 9,5. Из-за выщелачивания листья многих растений способны нейтрализовать кислые дожди [Mitterhuber et al., 1989]. Впервые это было доказано [Hutchinson, Adams, 1987] в опытах с искусственным дождеванием листьев арктической травы Artemisia tilesii, редиса Raphanus sativus, подсолнечника Helianthus annuus и сахарной свеклы Beta vulgaris. Наиболее высокой нейтрализующей активностью отличались листья трех первых видов. Нейтрализующая способность не зависела от возраста листьев. Способность нейтрализовать кислые дожди у семядолей была выражена сильнее, чем у настоящих листьев [Adams, Hutchinson, 1987].

Существенное значение для проявления нейтрализующей способности листьев имела продолжительность воздействия кислых дождей.

Эффект вымывания у разных растений проявляется в разной мере. Например, из листьев фасоли Phaseolus vulgaris, кукурузы Zea mays, тыквы Cucurbita pepo Ca2+ и К+ вымываются в 4 раза быстрее, чем из листьев Solanum sp. и Lycopersicon sp., в 5—6 раз быстрее, чем из листьев Beta vulgaris [Tukey et al., 1958]. Фосфор, магний и нитратный азот практически не вымываются из пшеницы Triticum vulgare и кукурузы Zea mays. В водной вытяжке из кукурузы аммиачного азота, калия и кальция обнаружено меньше, чем у пшеницы [Олифер, 1972]. Вымывание зависит не только от природы, но и физиологического состояния растений.

Из молодых листьев вымывание минимально, но увеличивается по мере взросления листа и достигает максимума в листьях, начинающих стареть [Tukey et al., 1958]. Кристаллы кальция могут откладываться в хвое и корнях хвойных растений [Fink, 1991;1992], но в определенных условиях вымываются из этих органов.

В природных условиях неорганические соли вымываются при дожде, росе и тумане. В пересчете на гектар выщелачивание может достигать десятков килограммов веществ в год. За 4 месяца в Подмосковье количество вымытых элементов из насаждений липы Tilia cordata, сосны Pinus sylvestris, рябины Sorbus aucuparia составляло для Са и К 8—9 кг/га, Mg и N 2—3 кг/га [Мина, 1965]. По данным Дальбро [Dalbro, 1955], с 1 га яблоневого сада за год под влиянием атмосферных осадков теряется через листья 20—30 кг К, 10,5 кг Са и 9 кг Na. О значительных потерях минеральных элементов приводят данные и другие авторы [Свиридова, 1960; Соколов, 1972; Олифер, 1972]. Наиболее значительные потери вещеcтв при вымывании дождем обнаружены в тропических влажных лесах Гималаев — до 45% сухого веса.

Вечнозеленые леса и леса с опадающей листвой умеренно влажных районов США теряют минеральных элементов в 2 раза меньше — до 20—25% сухого веса [Amthor, 1986]. Наиболее вымываемыми элементами при дожде были углерод и азот и в меньшей мере калий. Во всех типах леса очень мало выделялось фосфора [Amthor, 1986]. Высказывается предположение, что вымываемые элементы являются питательной средой для водорослей и лишайников полога леса. Таким образом, вымывание питательных веществ дождем является важным компонентом питательных циклов в экосистемах леса [Parker, 1983].

Вымывание ионов, возможно, имеет определенный физиологический смысл. Полагают, что оно ускоряет поглощение минеральных элементов корнями и передвижение их в стебли и листья. Экспериментально это показано для Са2+, который при выщелачивании ионов быстрее перемещается в листья фасоли Phaseolus vulgaris [Meklenburg et al., 1966].

5.3. ВЫМЫВАНИЕ ОРГАНИЧЕСКИХ СОЕДИНЕНИЙ

Вымывание органических соединений происходит из всех частей растений. Атмосферные осадки, просачиваясь через кроны деревьев и надземные части травянистых растений, помимо минеральных соединений, обогащаются и органическими веществами. Помимо этого, в почве из семян, проростков и корней также вымываются многие метаболиты растений.

Вымывание из надземных частей растений. Потери ассимилятов через листья, главным образом в виде сахаров, составляют 400—800 кг/га в год [Tukey, et al., 1958 Tukey, 1970].

Листья фасоли Phaseolus vulgaris, которые легко отдают растворимые в воде вещества, за 24 ч непрерывного дождя или тумана могут потерять в виде сахаров 5—6% сухого вещества [Tukey, 1970]. Смывы с листьев осины американской Populus tremuloides содержат сахара, главным образом фруктозу и галактозу [Wildman, Parkinson, 1981]. В экссудатах на поверхности папортников также обнаруживаются дитерпены кауранового типа [Redi et al., 1989].

Из листьев вымываются и многие аминокислоты, химическая природа которых зависит от вида растения [Turkey, 1970]. Легко вымываются и другие соединения.

Вазицкий [Wasicky, 1959] сообщает, что листья Rhododendron при двухчасовом дожде в Бразилии теряют 34%, а в отдельные дни до 70% аскорбиновой кислоты. Одновременно с аскорбиновой кислотой вымывались сахара, соли, некоторые аминокислоты.

Среди веществ, теряемых листьями, были обнаружены ингибиторы роста полифенольной природы. В сводке Уодса [Woods, 1960] приводятся данные о вымывании дождем из листьев черного ореха Juglans nigra и грецкого ореха Juglans regia гидроюглона и его токсическом действии на окружающие растения. Опыты, проведенные в Воронежском дендропарке [Рощина, 1974], показали, что некоторые образцы воды, стекающей в период дождя с побегов 20—25-летних деревьев, содержат вещества полифенольной природы: с пирогаллоловой группой — смывы скумпии Cotinus coggygria и уксусного дерева Rhus typhina, с протокатеховой — Pyrus communis и Juglans regia.

Полифенольных соединений было больше, если дождевые смывы собирались после длительного периода сухой погоды. Содержащиеся в них вещества вследствие малых количеств не обладали биологической активностью. О химической природе выделяющихся веществ можно лишь предполагать. Известно, что в листьях Cotinus coggygria, кроме галлотаннина, содержится не менее семи веществ фенольной природы [Комиссаренко и др., 1968]. В листьях Rhus aromatica обнаружены галлокатехин и свободная галловая кислота. В листьях груши Pyrus communis содержится гликозид арбутин, агликоном которого является гидроюглон [Кретович, 1971]. Из листьев Juglans regia выделены кемпферол-3-арабинозид (югланин) и кверцетин-3---арабофуранозид [Бандюкова и др., 1968]. Возможно, что с водой вымываются и какие-то продукты превращения этих соединений. Возможность вымывания флавоноидов обусловлена формой и местом их локализации в клетке. Харст и др. [Charest et al., 1986] с помощью электронной микроскопии и хроматографии показали, что в клетках листьев Chrysosplenium americanum метилированные флавоноиды связаны с клеточными оболочками эпидермиса. Однако, гликозидированные флавоноиды локализуются, главным образом, в протопластах верхнего и нижнего эпидермиса, что отчетливо было показано [Weissenbock et al., 1986] на изолированных протопластах листьев гороха Pisum sativum. Протопласты верхнего эпидермиса содержали 50%, а нижнего 35% флавоногликозидов от их общего содержания в клетках. Меньше всего флавоногликозидов содержали протопласты клеток мезофилла (всего 14%). Флавоногликозиды в этих опытах были представлены кверцетин-3тригликозидом и его эфиром с р-кумаровой кислотой. Сложные флавоноиды (флавоны и С-С-связанные участки дигидрокоричной кислоты) найдены в экссудатах на поверхности листьев Pityrogramma [Iinuma et al., 1986]. Мучнистые экссудаты на поверхности листьев растений родов Leucocyclus, Ambrosia (из сем. Asteraceae), примулы Primula, а также на листьях Inula viscosa и на талломах папортников содержат большое количество различных флавоноидов [Wollenweber et al., 1987 b; Wollenweber, Mann, 1988; Valant-Vetschera, Wollenweber, 1989; Wollenweber et al., 1991b; Wollenweber, Roitman, 1991]. Почки деревьев также экскретируют различные фенольные соединения [Wollenweber et al., 1987 a].

Известны случаи вымывания из листьев альдегидов. Формальдегид в количестве 0,1 —1,0 мг/л был обнаружен в дождевой воде [Юнге, 1965]. Из растений могут выделяться вещества, стимулирующие рост растений. Ряд авторов [Kozel, Tukey, 1968] сообщают о присутствии гиббереллинов в выделениях хризантем Chrysanthemum morifolium, находящихся при низкой температуре.

Большое число работ посвящено изучению смывов листьев или их настоев, полученных в лабораторных условиях. Химическая природа вымываемых веществ во многих случаях не установлена, хотя биологическая активность их доказана на биологических тестах. А. М. Гродзинский [1965] методом биологических проб показал наличие ингибиторов роста в водных настоях 250 видов растений. Наиболее высокое содержание было в листьях, самое низкое — в корнях, стебли занимали промежуточное положение. Сильные ингибиторы прорастания семян и начального роста пшеницы Triticum vulgare вымываются искусственным дождем из листьев сорняка Parthenium hysterophorum.

Смываемые дождем ингибиторы содержались в волосках, покрывающих надземные части растений [Kanchan, Javachandra, 1980]. По данным Бовей и Диаз -Колон [Bovey, DiazColon, 1969], ингибиторы есть в водных вытяжках многих тропических и субтропических растений. Попытка идентифицировать действующие вещества [Гродзинский, 1965;

Рощина, 1974; и др.] показала, что в большинстве случаев они являются соединениями фенольной природы. Водные вытяжки из листьев Adenostoma fasciculatum содержат смесь фенолов и фенольных кислот. В их составе идентифицированы гидрохинон, флоридзин, гидроксибензойная, сиреневая, феруловая, кумаровая и другие кислоты [Muller, Chou, 1972].

В смывах ряда растений обнаружены амины, например у дурмана Datura stramonium часто встречаются скополамин и гиосциамин [Lovett et al.,1981]. В выделениях специализированных структур стрекательных волосках и млечниках идентифицированы и производные холина. Чаще всего они локализуются, в листовых волосках, например, крапивы, где ацетилхолин содержится в значительных количествах [Emmelin, Feldberg,1947]. Он выделяется при дожде, тумане и росе. Почва, на которой произрастает крапива, может быть обогащена холиновыми эфирами.



Pages:     | 1 | 2 || 4 | 5 |   ...   | 7 |
Похожие работы:

«Курумканское районное Управление образования МБОУ ДОД "Центр детского творчества" "Утверждено" педагогическим советом МБОУ ДОД "Центр детского творчества" Протокол № от "_"_ 200г. Директор _ /Берельтуев С.О./ Образовательная п...»








 
2017 www.lib.knigi-x.ru - «Бесплатная электронная библиотека - электронные материалы»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.