WWW.LIB.KNIGI-X.RU
БЕСПЛАТНАЯ  ИНТЕРНЕТ  БИБЛИОТЕКА - Электронные материалы
 

Pages:     | 1 || 3 | 4 |   ...   | 7 |

«Авторы монографии – Рощина Виктория Владимировна, доктор биологических наук, ведущий научный сотрудник Федерального Государственного Бюджетного Учреждения Науки ...»

-- [ Страница 2 ] --

является основным для синтеза изопреноидов, в том числе и каучука. Рассматриваемая схема допускает и образование каучука из фруктозы через 1-о-метил-L-инозитол. Помимо вышеуказанных предшественников, в синтезе каучука могут принимать участие и другие продукты метаболизма, в частности, образующиеся при фотодыхании. Этот путь образования каучука исследован индийскими учеными [Reddy et al., 1987]. Правильность приведенной схемы образования каучука подтверждается обнаружением в растениях каучуконосах соответствующих ферментов. В млечном соке, выделенном из гевеи Hevea, содержится полная ферментативная система синтеза терпеноидов, включая фермент заключительного этапа синтеза каучука цис-1,4-полиизопентилтрансферазу.

Скорость синтеза каучука зависит от многих условий. В латексе Hevea brasiliensis она составляет 5 мг мин-1.мл-1 латекса [Graу, 1987]. При недостаточном водоснабжении скорость образования каучука повышается. У Parthenium argentatum активность фермента заключительного этапа синтеза каучука цис-1,4-полиизопентилтрансферазы и продукция каучука повышается при водном дефиците [Reddy, Das, 1988] или при относительно низких температурах 15-18 оС днем и 10-13 оС ночью [Downes, Tonnet, 1985]. Синтез каучука также стимулируется этиленом [Gidrol et al, 1988].

В млечном соке многих растений умеренной зоны, относящихся к семействам Euphorbiaceae и Сompositae (Asteraceae), содержится не каучук, а тритерпеноловые эфиры.

В латексе встречаются также терпеноиды и терпеноидные спирты в таких количествах, что латекс может использоваться как дезинфицирующее средство. Действующими веществами, возможно, является эуфол и ситостерол (Рис. 23), которые обнаруживаются в ацетоновом экстракте сухого латекса ветвей молочая Euphorbia ruspoli.



Кроме терпеноидов, в латексе найдены и другие соединения. В состав вакуолей млечников входит меконовая и хелидоновая кислоты (Рис.25), а также фенолы [Matile, 1987]. Содержание некоторых из этих веществ установлено - хелидоновая кислота (497 мМ) и фенольные соединения (624 мМ).

Рис.25. Хелидоновая (1) и меконовая (2) кислоты в латексе

Азотистые компоненты представлены в латексе аминокислотами, белками, алкалоидами и аминами Наиболее распространенной аминокислотой является (Рис.26). 3,4диоксифенилаланин (ДОФА). По данным Хаупта [Haupt, 1976], в латексе Euphorbia lathyris ДОФА содержится до 1,7 % от сырой массы, что составляет 68 % растворимого азота латекса.

В изолированном латексе из тирозина синтезируется 17 мг ДОФА/г сырой массы за 2 мин, тогда как листья, стебли, корни образуют этого вещества менее I мг/г сырой массы в течение 6 час [Haupt, 1976].

В вакуолях с латексом высока активность ферментов: рибонуклеаз, кислых фосфатаз, амилаз, полифенолоксидаз [Matile,1976; Chrestin et al., 1986]. Показательно, что вакуоли, изолированные из латекса чистотела Chelidonium majus, содержат ферменты, свойственные

Рис.26. Азотистые компоненты латекса

лизосомам: гидролазы, кислые протеазы, РНКазы, фосфаты [Matile, 1970]. Протеазы выделены также из латекса восьми видов сем Euphorbiaceae [Lynn, Clevette-Radford, 1986b;1988]. Функциональными группами активного центра этих ферментов служат серин и гистидин. Молекулярная масса белков колеблется в пределах 33000-117000 Да. В вакуолях есть ферменты и общего метаболизма глиоксалатного цикла, цикла трикарбоновых кислот и ферменты биосинтеза алкалоидов [Roberts et al., 2010]. В латексе растения Synadenium grantii из семейства Euphorbiaceae присутствует широко известный для животных клеток фермент гидролиза ацетилхолина ацетилхолинэстераза [Govindappa et al., 1987].





Защитную функцию в млечном соке выполняют белки лизоцимы, которые гидролизуют связи бактериальных полисахаридов в оболочке микроорганизмов. Четыре лизоцима выделены из латекса ваточника Aeclepias syriaca [Lynn, 1989]. Они имеют молекулярную массу около 28 кДа и отличаются по аминокислотному составу. Лизоцимы найдены в млечном соке и других растений, например, папайи Papaya carica [Howard, Glazer,1969], гевеи Hevea brasiliensis [Tata et al., 1983] и фикуса Ficus [Glazer et al,1969].

Для представителей семейства Euphorbiaceae характерно присутствие в латексе белковлектинов. Это – белки, обладающие способностью связывать специфические полисахариды и гликопротеиды, что позволяет им присоединяться к антигенным гликопротеинам на поверхности клеток и вызывать агглютинацию. У 17 видов найдены такие белки с большей молекулярной массой от 60000 до 67000 Да и молекулярной массой от 27000 до 38000 Да [Lynn, Cleviette-Radford, 1986 a].

Каждый вид латекса содержит от 5 до 13 изолектинов. У растений лектины, вероятно, функционируют как защитные белки, предохраняя от вторжения паразитарных микроорганизмов [Sharon, 1989; Sharon, Lis, 1989]. В латексе Euphorbia lathyris обнаружен белок кальмодулин, связывающий Са2+ [Piazza et al., 1987]. Содержание Са2+ в млечном соке этого растения очень велико - 7,5% сухого вещества, что согласуется с необходимостью его связывания кальмодулином. Полагают [Piazza et al., 1987], что белок может быть регулятором биосинтеза тритерпенов латекса, поскольку антагонисты кальмодулина ингибируют включение мевалоната в тритерпены и зфиры жирных кислот.

Подобную функцию кальмодулин выполняет у животных при биосинтезе холестерола.

Латекс вакуолей клетки содержит значительное число алкалоидов как азотистых компонентов (Рис.26). Матиль [Matile, 1976] в обзорной статье приводит данные о содержании различных изохинолиновых алкалоидов у чистотела. Больше всего в латексе содержится дигидрокоптизина 1100 мг/мл (254,5 мМ) и в меньших количествах сангвинарина-332 мг/мл (126,5 мМ), берберина-218 мг/мл (35,2 мМ) и хелеретрина -174 мг/мл (60,6 мМ). Индольные алкалоиды, в частности виндолин, а также необходимые для их образования ферменты, найдены в латексе у мадагаскарского барвинка Catharanthus roseus [St-Pierre et al., 1999].

Отличительной особенностью семейства является накопление Papaveraceae морфиновых и бензофенантридиновых алкалоидов [Kutchan et al., 1986]. В млечниках опийного мака Papaver somniferum содержится 25 различных алкалоидов: морфин, кодеин, папаверин, тебаин и др. Но наибольшее количество (52%) всех алкалоидов составляет морфин [Roberts, 1986]. Алкалоиды латекса плодов барвинка Сatharanthus roseus представлены главным образом, виндолином и 19-эпивиндолином, которые видны в виде капель в вакуолях под электронным микроскопом [Eilert et al., 1985]. Благодаря присутствию алкалоидов латекс часто имеет горький вкус и обладает ядовитыми свойствами. Смертельно ядовитый млечный сок содержится в Южноамериканском растении макире кожистой Maquira сoriacea. Ядовит и млечный сок анчара Antiaris toxicaria, содержащий алкалоид антиарин. Аборигены Центральной Малайи используют сок этого растения для смазывания наконечников боевых стрел [Грудзинская, 1980]. Оба растения относятся к семейству тутовых (Могасеае). Однако среди представителей этого таксона есть виды Brosimum alicastrum, В. utile, В. potabile, которые имеют латекс белого цвета, не содержащий ядовитых алкалоидов. Жители Латинской Америки пьют его вместо молока. Местом синтеза алкалоидов, как это показано на примере Chelidonium majus, являются паренхимнне клетки, окружающие млечники [Wiermann, 1981]. Образовавшиеся алкалоиды у Chelidoniun majus перемещаются в млечники, где и хранятся в маленьких вакуолях или в большой центральной вакуоли, как в корнях Sanguinaria canadensis [Wiermann, 1981]. У мака снотворного Papaver somniferum алкалоиды латекса находятcя и в маленьких везикулах [Fairbairn et al., 1973]. Локализация компонентов биосинтеза бензилизохинолиновых алкалоидов латекса показана с помощью иммунофлуоресцентного и генетического методов в ситовидных элементах опиумного мака Papaver somniferum [Bird et al., 2003].

Довольно часто наряду с алкалоидами в составе млечников находят амины.

Катехоламины, большую часть которых составляет сам дофамин, являются компонентами латекса плодов рода Papaver [Roberts 1986, Kutchan et al., 1986]. Образование дофамина и его производных происходит из аминокислоты фенилаланина путем последовательного гидроксилирования до тирозина и диоксифенилаланина. Последнее соединение путем декарбоксилирования превращается в дофамин. Возможен и другой путь: в начале декарбоксилирование тирозина до тирамина, который при гидроксилировании переходит в дофамин. Биосинтез дофамина может происходить в различных клеточных компартментах, в том числе, в хлоропластах. В конечном итоге амины аккумулируются в млечниках [Kutchan et al., 1986]. Таким образом, образование биогенных аминов происходит в процессе диссимиляции аминокислот. Как предполагают [Grosse, 1982], этот процесс играет важную роль в детоксикции аммония и азотных соединений в регуляции ростовых процессов [Regula et al., 1989]. Амины, вероятно, могут выполнять и защитные функции при поранении растений.

Кроме органических веществ, латекс содержит ионы неорганических солей.

Например, в латексе банана Musa найдены K+, Mg2+, Na+,Ca2+, Cl -, NO3 -, SO42-, PO43-, из них в большем количестве (от 1 до 6,14 моль м-3) обнаруживаются ионы калия, магния, хлора и трехокисного азота [Baker et al., 1990]. pH латекса – около 6-6,2. Ионный состав латекса исследован у 25 видов млечных растений [Heinrich et al., 1986]. Было обнаружено, что по сравнению с другими тканями растений, в латексе выше содержание K+ (в 17 раз), Mg2+(в 7 раз), Ca2+(в 2 раза), а ионы PO2- и PO3- отсутствовали у большинства изученных видов.

Составные части латекса образуются в самих млечниках, цитоплазме или пластидах.

Исходным материалом для синтеза латекса являются сахара и продукты их превращения.

Сахара притекают к местам синтеза из листьев. Иногда в самом латексе обнаруживается значительное их количество. Например, в латексе Hevea brasiliensis сахарозы содержится до 45,6 мМ [Eschbach et al., 1986]. Для осуществления синтеза компонентов латекса необходима определенная стадия дифференцировки ткани. В недифференцированной ткани (в культуре ткани) латекс не образуется, но синтезируется, если формируются млечникоподобные структуры [Dell, McComb, 1978 а]. Есть данные, что в каллюсе, происходящем из пыльников гевеи Hevea brasiliensis, такие млечники присутствуют [Tan et al., 2011].

Как считают ряд исследователей [Эсау, 1969; Васильев, 1977 и др.], млечники, скорее всего, следует относить к классу экскреторных структур, так как неизвестно, чтобы терпены, отложенные однажды в клетках, снова бы использовались растением [Васильев, I977]. В то же время разнообразие содержащихся в латексе веществ и варьирование его состава у разных растений позволяет предположить, что млечники выполняют какие-то дополнительные функции [Эсау, 1969]. Например, млечный сок одуванчика Taraxacum, цикория Cichorium и других сложноцветных растений играет роль в отпугивании травоядных животных, поскольку среди его компонентов встречаются токсины [Харборн, 1985]. В основном, во внутриклеточных вместилищах хранятся продукты обмена, которые получают возможность выхода наружу только при внешних повреждениях.

2.3.3. Секреция камеди и эфирных масел Внутритканевая секреция камеди и эфирных масел представляет важный аспект функционирования многих растений и часто определяется как защитное приспособление.

Камедь. Камедевые ходы встречаются в растениях родов Prunus, Brachychiton, Citrus, Acacia и др. [Nussinovitch, 2009]. Всего камедь найдена в 40 родах из 30 семейств покрытосеменных, и есть примеры среди голосеменных растений. У некоторых из них камедевые каналы в нормальном состоянии не образуются, например, у Ailanthus excelsa[Babu et al. 1987], Bombax ceiba [Babu, Shah, 1987], Citrus [Gedalovich, Fahn, 1985], Sterculia urens [Shah, Setia, 1976] развиваются после инфекции во вторичной ксилеме.

Камеденосные каналы образуются разными способами у разных видов. Они бывают схизогенными или лизигенными, иногда развиваются сначала схизигенно, потом на поздних стадиях лизигенно.

Камеди, заполняющие протоки, представляют собой сложные собой сложные природные продукты, которые часто видоспецифичны [Nussinovitch, 2009]. Чаще всего это

- комплекс из полисахаридов и терпенов или смесь флавоноидов, терпенов и жирных кислот [Babu, Menon,1990; Nussinovitch, 2009]. Особенностью таких комплексов является их способность набухать в воде, образуя гели и (или) коллоидные растворы.

Известны камеди под названием трагакант из азиатских или восточноевропейских растений рода Astrogalus, (например, особенно богат этими экскретами вид Astrogalus gummifer или бассорин, носящий название по иракскому городу Басра, где он найден у растений рода Sterculia или азиатского дерева Cochlospermum gossypium) [Mohammadifar et al., 2006; Balaghi et al., 2010]. У трагаканта изолированы такие соединения, как растворимый в воде трагантин и нерастворимый в воде бассорин. Оба соединения набухают в воде и образуют гель или гидрозоль. Для травянистых растений люцерны, клевера и других представителей бобовых характерно присутствие в камеди глюкоманнанов, камеди аравийских деревьев (гуммиарабик) часто включают также уроновую кислоту в полисахариды, тогда как камеди водорослей могут, кроме того, содержать остатки серной кислоты (агар, например).

У большинства растений, как считают, камеди образуются в результате физиологических нарушений или различных болезней, при которых наступает разрушение оболочек и клеточного содержимого (главным образом крахмала, а также углеводов, встречающихся в клеточных оболочках).

Это явление называется также гуммозом [Эсау, 1969]. Камедь может скапливаться не только в камедевых ходах, но и клетках ксилемы. На воздухе камеди густеют и забивают рану, предотвращая обезвоживание и препятствуя проникновению патогенов [Ghosh, Purkaystha, 1962]. Примером такой камеди является гуммиарабик из Acacia senegal и A. verek. Он состоит из высокоразветвленного полимера D-галактозы, L–арабинозы, D-глюкуроновой кислоты и L–рамнозы. Молекулярный вес сахарных остатков достигает 100. Минимальная молекулярная масса камеди равна 4000Да [Stephen, 1980]. Обычно полимер находится в виде солей калия, кальция, магния [Duffus, Duffus, 1984]. Гуммиарабик найден в камбиальной зоне Acacia senegal, где, как полагают, он синтезируется [Joseleau, Ullmann, 1990]. Однако не выявлено градиента транспорта этой камеди к месту экссудации. Раневой экссудат составляет до 90 % мирового сбора этого клея, главным обазом в Судане. Камедь гхати представляет собой экссудат растения Anogeissus litifolia, которое растет в Индии и Шри-Ланке. Это полимер L–арабинозы, D-галактозы, D- маннозы, рамннозы, D-глюкуроновой кислоты и D-ксилозы, и обычно существует в ввиде солей кальция [Duffus, Duffus, 1984]. В составе клея (камеди) вишни входят полисахариды, включающие остатки галактозы, маннозы арабинозы, Dглюкуроновой кислоты и небольшого количества ксилозы [Кретович, I97l].

В зависимости от состава сахарных остатков различают [Stephen, 1980] несколько типов полимеров в составе камеди. Наиболее распространенный тип (тип А) арабиноглюкан обнаружен в 22 семействах содержит сахарные остатки, арабинозы, рамнозы, ксилозы, фукозы, глюкуроновой и галактуроновой кислоты. Галактурорамнан (тип Б) найден в семействе Sterculiaceae (Sterculia urens, S. setigera, S.acerifolia, Brachychiton diversifolium). Его сахарные остатки - арабиноза, галактоза, фукоза, глюкуроновая кислота. Ксилан (тип С) включает в себя остатки арабинозы, галактозы и глюкуроновой кислоты. Встречается он довольно редко, в основном в семействах Liliaceae (Phormium tenax) и Iridaceae (Watsonia pyramidata).

Химический состав камеди нередко чрезвычайно сложен. В нем, кроме полисахаридов, обнаружены фенолы, аминокислоты и белковые компоненты. Из камеди Gutierrezia sarothirae Градецким и Волленвебером [Hradetzky, Wollenweber, 1987] выделено приблизительно 20 флавоноидов и структура 6 из них была установлена: 5,7,4'тригидрокси-3,6, 8, З’-тетраметоксифлавон; 5,7,3’ -тригидрокси-4-тетраметоксифлавон;

5,7,3’-тригидрокси-3,6,8,4’-тетраметоксифлавон и др. В составе камеди разных видов Acacia обнаружены белковые полисахариды [Anderson, McDougall, 1985] и аминокислоты [Anderson et al., 1972]. Содержание белковой части изменялось от 0,2 до 45 %.

Аминокислотный состав белков в зависимости от вида значительно варьировал, особенно по отношению к оксипролину. Например, в камеди Acacia aestivalis на 55 остатков оксипролина приходилось 1000 других аминокислот, а в камеди Acacia saliciformis это соотношение было 287/1000. Количественные отношения аланина, аспарагиновой кислоты, пролина и серина также варьировали. Камеди из Acacia hebeclada представляют собой арабиногалактан, связанный с белком. Содержание белка в этом соединении было относительно низким (12%), а содержание арабинозы-высоким [Churms et al., 1986].

Секреция гликопротеидов представляет собой сложный процесс [Peterson, Vermeer, 1984; Wu et al., 1991]. Белковый компонент синтезируется рибосомами, прикрепленными к мембранам эндоплазматического ретикулюма. Синтезированные белки проникают в цистерны эндоплазматического ретикулюма и аппарат Гольджи, где белки связываются с углеводами, образуя гликопротеиды. Продуцируемый секрет выделяется по гранулокриновому типу [Peterson, Vermeer, 1984].

В образовании камеди регулирующую роль, по-видимому, играет этилен. Обработка плодов миндаля Prunus dulcis этиленом приводит к усилению образования камеди [Morrison et al., 1987]. Такая же картина наблюдается и при гуммозисе у мускари Muscari armeniacum [Miyamoto et al., 2010]. Фитогормоны кинетин, индолилуксусная кислота и морфактин уменьшали размеры смоло0камедиевых каналов Commiphora mukul Engl. [Setia, Shah, 1977]. В неповрежденной древесине Sterculia urens (сем. Sterculiaceae) нет камедиевых каналов, но после обработки этиленом происходит их образование из травматической паренхимы [Menon, Babu, 1989].

Эфирные масла. Масляные протоки характерны для семейств Calycanthaceae, Lauraceae, Magnoliaceae, Simarubaceae, Winteraceae [Эсау, 1980] и Umbelliferae [Senalik, Simon 1986].

Они развиваются в листьях, как, например, у Eremophila, где эти протоки могут занимать до 13 % среза листа, или других частях растений.

Масляные протоки зверобоя продырявленного Hypericium perforatum (Рис.27) хорошо заметны на поверхности листа в виде темных пятен. На поперечном срезе виден темный секрет, заполняющий проток, в котором содержится антрахинон гиперицин [Curtis and Lersten, 1990]. Эфиромасляные протоки бархатцев Tagetes erecta располагаются в паренхиме листовой пластинки и выступают с нижней поверхности листа (Рис. 28). На срезе в масляном протоке виден секрет.

В корнях моркови Daucus carota масляные протоки располагаются во флоэме, образуя связанную между собой сеть по концентрическим кольцам и радиальным линиям [Senalik, Simon, 1986]. Интересно, что генетически различающиеся линии моркови имеют разное количество масляных протоков. Секрет протоков состоит, в основном, из терпеноидов, и среди них содержатся - и -пинены, мирцен, -фeллaндрeн, - терпинен, лимонен, -терпинен, терпинолен, борнил ацетат, - кариофиллен, E - -бизаболен [Senalik, Simon, 1986].

Рис. 27. Зрелые лизогенные масляные протоки зверобоя продырявленного Hypericum perforatum L. [Curtis, Lersten, 1990]. 1. Интактный лист. Светлые пятна это - масляные железы, темные -протоки, заполнные темным секретом с гиперицином (х 20 мм). 2. На срезе (Х) - зрелый масляный проток (х 20 мкм) 3. Секреторный канал (N) с черным с содержимым (х 20 мкм).

В секретах моркови существует тесная корреляция между количествами летучих терпеноидов и нелетучих продуктов. Образование и накопление секрета осуществляется в тилакоидах пластид секреторных клеток [Schnepf, 1974] (см. раздел 3.6). Затем масляные капли появляются в цитоплазме и выводятся в масляный проток.

Эфиромасляные протоки хорошо развиты в кожуре плодов различных цитрусовых лимона Citrus limon, мандарина C.nobilis, апельсина С. sinensis и заполнены эфирными маслами, состоящими из терпенов. Кроме обычных терпенов, в составе эфирного масла встречаются соединения, относящиеся к другим группам химических соединений, а иногда и редкие видоспецифические вещества. Количество индивидуальных соединений бывает высоко и достигает нескольких десятков. В плодах борщевика Heracleum эфиромасличные протоки содержат масла, в которых идентифицировано более 30 индивидуальных веществ.

Главными из них были сложные эфиры. В количественном отношении преобладали октилацетат и октилбутират [Ткаченко, 1987]. В экcкреторних протоках кожуры плодов Сitrus sinensis, C. paradisi, C. reticulata, C. klementin Рис. 28. Микрофотографии листьев Tagetes erecta, полученные с помощью сканирующего электронного микроскопа (Rusin et аl., 1988). 1. Cекреторные масляные протоки (показаны стрелками) выступают с нижней поверхности листа х 100. 2.

Секреторный проток х 180.

наряду с эфирными маслами, обнаружены флавоноидные производные [Walther et al., l966]

– понканетин, нобилетин, и 3,5,6,7,8, 3’, 4‘ – гептаметоксифлавон (Рис.29).

Рис. 29. Флавоноиды в эфиромасляных протоках [Walter et al., 1966]. 1 – понканетин, 2

– нобилетин, 3 - 3,5,6,7,8, 3’, 4‘ – гептаметоксифлавон.

Особенно часто в секретах встречаются кумарины, которые растворены в эфирных маслах. У руты душистой Ruta graveolens найдено 11 веществ кумариновой природы (Рис.30), 6 из них идентифицированы [Денисова, I976] – умбеллиферон, ксантотоксин, псорален, бергаптен, изоимператорин, рутамарин.

Рис.30. Кумарины в схизо-лизигенных вместилищах руты душистой Ruta graveolens.

В секреторных вместилищах Dictamnus gymnostylis зафиксировано 6 компонентов кумариновых производных - гликозид умбеллиферона, псорален, ксантотоксин, ауроптен и ряд других неидентифицированных соединений Соединения [Денисова, I976].

кумаринового ряда, накапливаются в плодах Archangelica decurrens, также растворены в эфирных маслах и локализуются в эфиромасличных каналах [Денисова, Драницина, 1962].

В виде гликозидов кумарины найдены почти в 70 видах растений. В бобах диптерикса Dipterix их содержитоя 1,5 %, а в ясменнике Asperula - 0,7 %. Кумарины содержатся в лавандовом, кассиевом эфирных маслах и перуанском бальзаме [Боннер, 1968].

Следует отметить, что набор кумаринов и их производных в секрете эфиромасляных вместилищ разных органов в разных фазах развития неодинаков.

Различается состав кумаринов и в разных вместилищах одного и В эфирном масле и олеосмоле, заполняющих масляные протоки корней аира тростникового Acorus calamus, обнаружены Ландером и Шрелером [Lander, Schreler, 1990] разнообразные азароны:

-, - и - азароны, акоренон,акорон, изоакорон (Рис.31). Азароны – биологически активные соединения, которые легко распознаются по характерному запаху. Они токсичны для насекомых и змей.

Рис. 31. Азароны в эфирном масле и олеосмоле : - азарон (1), акоренон (2), -азарон (3), - азарон (4), акорон (5), изоакорон (6).

В секреторных масляных протоках также локализованы токсичные для паразитов и насекомых соединения, относящиеся к ацетиленовым производным того же органа – полиацетиленам и тиофенам (Рис.32). Значительное количество полиацетиленов хранится в полиацетиленовых вместилищах и ходах цветков [Lersten, Curtis, 1989] и вегетативных органах [Christenses et al., 1990; Wang et al., 1990] представителей cем. Asteraceae и сем.Cynareae [Christensen and Lam, 1990]. Среди них немало видоспецифических веществ.

Например, полиацетилен цикутотоксин выделен из секреторных вместилищ корней цикуты Cicuta virosa(сем. Umbelliferae) [Anet et al., 1953]. Природные полиацетилены Рис.32. Основные структуры полиацетиленов и тиофенов секреторных масляных протоков и резервуаров растений.1-тетраиндиены и 2-трииндиены из Dahlia tubulata (сем. Asteraceae); 3- гептадека-1,9- (Z), 16-триен-4,6-диин-3,8-диол из Artemisia borealis (сем. Asteraceae); 4 – цикутотоксин из Сicuta virosa (cем. Umbelliferae); 5,6,7- однодвух и трехгетероцикличные тиофены из Tagetes patula (сeм. Asteraceae). 7-терциенил.

тетраиндиены и трииндиены [Михайловский, 2011] характерны для георгина Dahlia tubulata (cем. Asteraceae), а гептадека-1, 9- (Z), 16-триен-4,6-диин-3,8-диол для полыни Artemisia borealis (cем. Asteraceae). Отдельные вещества, заполняющие секреторные протоки, содержат наряду с ацетиленовыми, также тиофеновые группировки как у гетероциклических тиофенов из бархатцев Tagetes patula [Jente et al., 1988]. В маслах интактных тканей корня Tagetes patula обнаружено до 47 % 5-(3-бутен-1-нил)-2,2'битиофена и 19.8% -терциофена [Szarka et al., 2007]. Среди тиофенов -терциенилу (Рис.

32, формула 7) свойственна особая роль как аллелохимиката -ингибитора роста растений в фитоценозе [Iyengar et al., 1987], а также мощного инсектицида [Nivsarkar et al., 2001].

Хотя секреторные продукты хранятся в протоках, они представляют собой динамическую систему, которая изменяется в процессе развития. Это хорошо прослеживается на примере некоторых компонентов секрета масляных протоков бархатцев Tagetes erecta. С применением жидкостной хроматографии высокого разрешения с одновременной идентификацией методом масс-спектроскопии было исследовано Рис. 33. Компоненты секрета масляных протоков бархатцев Tagetes erecta пиперитенон (1), пиперитон (2), индол (3).

содержимое протоков [Russin et al, 1988]. В секрете найдены три компонента пиперитон, пиперитенон и индол (Рис. 33). Присутствие последнего компонента впервые было показано Биччи с соавторами [Bichi et al., 1985]. Количество обнаруженных соединений изменялось по мере развития растения. До стадии цветения количество индола и пиперитона непрерывно возрастало, затем наступал снижение, а на стадии позднего цветения количество этих компонентов вновь возрастало, в то же время количество пиперитенона в процессе развития уменьшалось. Возможно, что при этом происходило превращение ненасыщенного пиперитона в менее насыщенный пиперитенон. Полиацетилены не являются конечным продуктом метаболизма и могут подвергаться дальнейшим превращениям.

О биологическом значении секрета масляных протоков известно очень мало.

Считают, что эфирные масла с растворенными в них соединениями обладают аллелопатическим действием и подавляют прорастание семян других видов растений, тем увеличивая конкурентноспособность семян эфиромасличных растений.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Внутритканевая секреция включает в себя образование газов и нелетучих секретов, выделение их в межклеточное пространство и в воздухоносные полости растений. Газы и газообразные продукты метаболизма заполняют воздухоносную систему, а нерастворимые в воде и нелетучие продукты изливаются во внутритканевые каналы и ходы.

Воздухоносная система растения сообщается с окружающей атмосферой через устьица и чечевички, и газы выделяются из нее путем диффузии. При механическом повреждении ткани секреты и газы выделяются наружу путем диффузии и секреторного давления.

Воздухоносную систему растений заполняют атмосферные газы N2, CO2 и О2, а также углеводороды, пары спиртов и альдегидов и многие другие соединения, несомненно присутствующие во внутренней газовой среде растения, но пока не обнаруженные из-за методических трудностей. Большинство органических газов, найденных в воздухе растений, являются продуктами анаэробного дыхания, которое, как считают, расширяет энергетические возможности растений и создает большое разнообразие метаболитов. В зависимости от внутренних и внешних условий соотношение между аэробным и анаэробным типами дыхания может изменяться, что приводит к изменению состава внутреннего воздуха растений. Следует, однако, отметить, что наши сведения о внутренней газовой среде недостаточны и основываются на небольшом экспериментальном материале. Между тем изучение названных выше явлений перспективно в научном отношении. Состав внутренней газовой, среды растений чувствительнейший показатель обменных процессов, от которых в конечном итоге зависит физиологическое состояние растений. Избыточная углекислота может функционировать как естественный регулятор дыхания, фотосинтеза, биосинтеза белков и других процессов.

Этилен как гормон контролирует многие физиологические и биохимические процессы, реакции роста и развития. В регуляции ростовых процессов этилен выступает как антагонист углекислого таза. Не менее сильное действие на клеточный метаболизм, повидимому, оказывают низкомолекулярные спирты и альдегиды. Известно, например, что относительно низкие концентрации этанола вызывают стимуляцию роста путем влияния на гормоны и энергетические ресурсы клеток.

Развитие воздухоносной системы и состав газов внутри нее во многом определяются средой обитания. Сильно развитые межклетники особенно характерны для избыточно влажных или очень засушливых зон. В зависимости от сезона года у растений, особенно древесных, изменяется внутритканевая газоэкскреция. Накопление внутренних газов — этилена, альдегидов, спиртов - может быть показателем устойчивости к стрессовым факторам или стрессового состояния самого растения. Так усиленный синтез того или иного метаболита зависит от анаэробного характера обмена. В ряде случаев синтез и выделение этилена регулируется ацетилхолином или красным светом [Jones and Stutte, 1986].

В отличие от воздухоносной системы состав секрета внутритканевых каналов, ходов, полостей определяется не столько средой обитания, сколько таксономическим положением растений, имеющих специализированные секреторные клетки, где синтезируются вторичные нерастворимые в воде продукты обмена. Секреты - смолы, камеди, латекс, эфирные масла - имеют исходно общие пути биосинтеза, так как в основном представлены разнообразными терпеноидами, отличающимися по строению, набором компонентов и консистенцией. Выделение этих соединений из секретирующих клеток во внутритканевые каналы и ходы осуществляется путем экзоцитоза, который как активный процесс требует затрат энергии.

Значение внутренней секреции заключается, вероятно, в необходимости обмена метаболитами между различными тканями (газы) и запасания некоторых продуктов в виде латекса, смол, масел, камеди, многие из которых содержат соединения, защищающие растения при поранении, так как эти вещества обладают антимикробным действием.

Химический состав секретов, особенно нерастворимых в воде, является предметом интенсивного изучения, что особенно необходимо, поскольку многие продукты внутренней секреции имеют важное практическое значение для производства и агрокультуры.

Глава 3. ВНЕШНЯЯ СЕКРЕЦИЯ Внешняя секреция осуществляется спецализированными секреторными клетками, которые располагаются на поверхности растения.

К ним относятся железистые волоски, солевые железки, железки насекомоядных растений, осмофоры и гидатоды. Секреторные клетки осуществляют биосинтез и выделение эфирных масел, терпеноидов, флавоноидов, жирных кислот, слизей и других соединений и часто экскретируют их смеси [Wiermann, 1981].

Кроме того, они могут выделять различные водные растворы. Морфология железистых клеток зависит от продуктов, которые они аккумулируют [Васильев, 1977; Wiermann, 1981].

3.1. ВЫДЕЛЕНИЕ РАСТВОРОВ ПРИ ГУТТАЦИИ

Считается, что гуттация (выделение капель воды листьями) обусловлена избыточным снабжением надземной части растений водой в условиях резко сниженной транспирации или накоплением солей происходящим с затратой энергии живыми клетками корня [Лютге, Хигинботам, 1984; Логвенков, 1993]. Однако наблюдения в природных условиях [Генкель, 1976; Злобина, 1978] показали более сложный характер этого явления и его неоднозначную зависимость от окружающих условий. У манжетки Alchemilla vulgaris L. и ряда других растений гуттация начинается после инсоляции листьев на прямом солнечном свету и ей предшествует сильный скачок транспирации, в результате чего увеличивается содержание водяных паров в межклеточниках, где происходит их конденсация, а затем выделение из листа в виде капель. В дальнейшем при нарастании водного дефицита происходит усиление отдачи воды в парообразном виде, и гуттация прекращается [Генкель, 1976].

Следовательно, начальный период гуттации может быть связан не с падением интенсивности транспирации, а ее усилением. Эти наблюдения были продолжены [Злобина, 1978] на растениях лопуха большого Arctium lарра L. и мать-мачехи Tissilago farfara L., а также боковых побегов хвоща Equisetum pratense Ehch. В лабораторных условиях на проростках пшеницы также была установлена положительная корреляция между влажностью почвы и интенсивностью света с одной стороны и усилением транспирации и гуттации – с другой.

При гуттации вода с растворенными в ней веществами через окончания трахеид проводящих пучков поступает к специализированной ткани - эпитеме, которая представляет собой паренхимные клетки, лишенные хлоропластов. Через эпитему вода проникает к покровной ткани - эпидерме, в которой есть гидатоды. Гидатоды (Рис. 34) напоминают обычные устьица, но, в отличие от них, лишены способности открываться и закрываться. Клетки, окружающие пору, имеют плотную цитоплазму и равномерно утолщенные стенки. У некоторых Рис.34. Гидатоды на поверхности листьев Begonia coccinea (Brouillet et al.1987) пpи увеличении в x 200 и 1000 раз. (Sa – устьице = англ. stomata) растений нет эпитемы, и вода движется к водным устьицам по обычному мезофиллу [Эсау, 1969]. Цитологические исследования показали, что в гидатодах, например у Ficus diversifolia, имеет место (см. раздел 1.2.3) экриновая секреция – выделение мелких молекул из живых клеток [Belin-Depoux, 1987].

Выделение гуттационной влаги может быть обусловлено корневым давлением и при удалении корневой системы оно прекращается. Гидатоды в этом случае представляют собой по существу отверстия над окончанием трахеид, через которые выделяется ксилемный сок, нагнетаемый корневым давлением. У ряда растений наблюдается и активная гуттация, которая приводится в действие эпитемой, функционирующей в качестве водной железы и активно секретирующей воду. В качестве примера структуры, обеспечивающей выделение воды, приводим анатомическое описание гидатод у Potentilla palustris (Рис.35), сделанное Куртисом и Лерстеном [Curtis, Lersten, 1986].

Гидатоды у этого растения располагаются на зубцах листьев - по 50 и более водяных пор, сходных по размерам с обычными устьицами (14-22 мкм в длину). К гидатоде подходят проводящие пучки. Между ксилемой и эпитемой располагаются 2-3 слоя клеток эпитемы с плотной цитоплазмой, а межклеточники мелкие, многочисленные. Гидатоды могут дифференцироваться в железистые трихомы [Эзау, 1980], которые напоминают по структуре солевые железки. В этих случаях, как и при активной гуттации, удаление корневой системы не препятствует выделению водных растворов. Но если убить клетки эпитемы, гуттация прекращается. Имеются сведения [Lauter, Manns,1986], что потеря воды может происходить и через железистые ворсинки. Так растения нута Cicer arietinum, выращенные в теплице в оптимальных условиях, выделяют через железистые ворсинки растворы, в составе которых обнаружены ионы хлора, водорода, малата и оксалата.

Рис.35.Гидатоды на поверхности листьев лапчатки Potentilla palustris L. (1 и 2) и пузырчатника Physocarpus opulifolius (3-5) [Curtis, Lersten, 1986]. 1. Общий вид гуттирующего листа лапчатки. 2.

Сканирующая электронная микроскопия поверхности верхушки адаксиального зубца листа лапчатки. Вверху - открытая гидатода. 3. Гуттация с краевого зубчика пузырчатки (стрелка), слева

- общий вид, посередине и справа - микрофотографии сканирующей электронной микроскопии зубца листа с гидатодами на поверхности и продольном разрезе с фокусом на элементы сосудистого окончания у выходного отверстия (1 см = 50 мкм.).

Механизм выделения воды активными гидатодами и железистыми ворсинками неясен. В качестве возможного объяснения обсуждается механизм фильтрации под давлением, который функционирует при поддержании высокой осмотической концентрации и неодинаковой проницаемости плазмалеммы на разных полюсах клеток эпитемы. Моделью активных гидатод могут служить гуттирующие одноклеточные организмы, например гриб Pilobolus, который своим основанием поглощает воду, а через верхушку выдавливает ее [Либберт, 1976]. Поддержание высокой осмотической концентрации и неодинаковой проницаемости мембран железистых клеток требует затраты энергии.

В работе А.Л.Синюхина [1973] появление гуттации связывается с потенциалом действия, который возникает у растений при механическом или химическом раздражении.

Объектами его исследования служили папоротник Aspleniun trichomanes, произрастающий на склонах гор и мох Bryum pseudotriquetrum. Оплодотворение этих растений возможно только при наличии капельножидкой воды, которая выделяется при гуттации. Вызвать гуттацию можно при кратковременном световом раздражении или электрическом стимуле.

При этом генерируется потенциал действия, который распространяется вдоль растения и вызывает гуттацию. При блокаде потенциала действия гуттация не наблюдается. Скорость распространения потенциала действия составляет у этих растений 0,5-2,0 см/сек.

Стимуляция гуттации начинается через 1,5-2 сек после генерации потенциала действия.

Гуттация свойственна широкому кругу растений. По данным Фана [Fahn, 1979] гуттация наблюдается у 350 родов, принадлежащих к 115 семействам. Наиболее обильная гуттация наблюдается в условиях тропической и субтропической зон. Один лист растения Colocasia antiquorum может выделить за одну ночь от 10 до 100 мл воды. Верхушка каждого листа этого растения дает до 200 капель в минуту [Kramer, 1956]. Трихомы Monarda fistulosa за сутки экссудируют до 450 мкм3 водного раствора [Heinrich, 1973]. В умеренной зоне гуттация интенсивно протекает у злаков, А.М. Гродзинский [1965] отмечает, что у 30 родов и 54 видов злаков гуттация наблюдается очень часто и идет весьма интенсивно.

Состав гуттационной влаги варьирует от почти чистой воды до разведенного раствора органических и неорганических солей. Анализ гуттационного сока показал, что наиболее распространенным ионом у разного рода растений является Са2+, хотя идентифицированы также К+, Mg2+ и другие элементы [Fahn, 1979]. В гуттационной жидкости из листьев кабачка Cucurbita реро обнаружено (в мМ) Са2+ — 0,9, К+ — 0,5, Na+—0,7, H2PO4—0,2, NO3—0,4 [Кларксон, 1978]. Общая концентрация солей обычно немного ниже, чем в ксилемном соке того же растения, что свидетельствует об извлечении веществ из ксилемного сока во время его движения через эпитему.

В гуттационной воде обнаружены и органические соединения [Scheffer et al., 1965]. В каплях гуттационной влаги, которую собирали обеззоленными фильтрами в течение 10 дней после появления всходов у 6 сортов посевной и 2 видов дикой пшеницы Triticum dicoccoides, Aegilopus cylindrica, найдены 15 аминокислот, 9 простых сахаров и ряд неидентифицированных соединений (амины, органические кислоты, олигосахариды, пептиды). Сорта и виды отличались друг от друга по качественному составу и количеству выделенных соединений. В гуттационных каплях проростков риса Oryza sativa, выращенных на воде или питательном растворе, обнаружены [Horiguchi, 1987] пептиды разной молекулярной массы и аминокислота глутамин. Возможно, что выделяющиеся азотистые вещества являются продуктами деградации запасных белков эндосперма и в форме пептидов транспортируются по ксилеме, из которой и попадают в секреты гидатод, хотя их основное назначение служить источником азота для развивающихся проростков.

По данным Перрина и Карлин [Perrin, Karlin, 1966], в гуттационных каплях, собранных с колеоптилей и листьев кукурузы Zea mays и томатов Lycopersicon esculentum, обнаружены некоторые витамины. В составе гуттационной воды найдены и соединения, флуоресцирующие в ультрафиолетовом свете микроскопа [Roshchina et al., 1998a;

Roshchina, 2008]. С помощью микроспектрофлуориметра показано, что гуттационная вода у хвоща полевого Equisetum arvense имеет максимум (максимум 490-500 нм) в голубой области спектра флуоресценции, как и клетки эпитемы (максимум 475 нм) гидатоды (Рис.

36). Предполагается, что в голубой области спектра флуоресцируют фенолы – гликозиды 5-замещенных флавонов, которые в большом количестве содержит этот вид [Сырчина и др., 1980].

Рис.36. Спектры флуоресценции гуттационной воды и гидатоды таллома хвоща полевого Equisetum arvense [Roshchina et al., 1998a; Roshchina, 2008].

Значение гуттации может состоять в том, что таким образом растение освобождается от избытка воды и солей. Возможно, это необходимо и для терморегуляции. Однако следует отметить, что соли, выделяемые при гуттации, при их накоплении и концентрировании могут повреждать растения и вызывать некрозы тканей.

3.2. CОЛЕВЫЕ ЖЕЛЕЗКИ И СЕКРЕЦИЯ НЕОРГАНИЧЕСКИХ СОЛЕЙ

Солевые железки характерны для многих видов растений, приспособленных к обитанию на засоленных почвах. Сюда относятся представители семейств Plumbaginaceae, Tamaricaceae, Verbenaceae, Gramineae и др. В листья растения поступает значительное количество соли, которая непрерывно выделяется на поверхность листа, и затем отсюда сдувается ветром или смывается дождем. У растения Avicennia marina (рис.37) соль (в основном хлориды натрия и калия) на поверхности листа образует корку. У другого вида этого рода Avicennia germinans капли секрета, обогащены катионами калия, натрия и магния [Balsamo et + al.,1995]. Когда концентрация Na изменяется во внешней среде, то наблюдаются увеличение рН с 5, 5 до 7.0 и значительное уменьшение тока, регистрируемое в солевых железах с помощью микроэлектродов. Мел-содержащие железы характерны для растения Cressa cretica, они возвышаются на поверхности листа (Рис. 38). Солевые железы описаны в развитых листьях кермека Limonium platyphyllum [Степанова, 1983,Vasilyev, Stepanova, 1990] и Odyssea paucinervis (Poaceae) [Somaru et al., 2002].

У лебеды Atriplex balimus солевые железы также возвышаются над поверхностью листа, а количество желез на I мм2 у разных растений колеблется от 500 до 1000. У кермека Limonium gmelinii на 1 мм2 насчитывается до 700 таких желез, и они могут выделять Рис.37. Экскреция соли солевыми железками листьев Avicennia marina [Ish-ShalomGordon, Dubinsky, 1990]. Виден лист, покрытый кристаллами соли в виде корки на поверхности листа.

около 1 мм3 раствора в час, т.е. примерно 0,05 г соли [Сатклиф, I964].

Анатомия железистых клеток у разных родов различна. Описание головчатого волоска Atriplex дано рядом авторов [Osmond et al., 1969, Buvat 1989 и др.]. Волосок состоит из клеток ножки и пузыревидной головки (Рис.39). Клеточная ножка, которая соединяет Рис.38. Солевые железы Cressa cretica. Адаптировано по [Weiglin, Winter,1988]. 1. Ветка растения с солевыми железами. Бар 0.5 см, 2. Схема разреза листа с солевой железкой (стрелка) и мертвыми трихомами (TR), 3. Снимок поверхности листа с указанием стрелками солевых желез и трихом, 4. Железистый волосок, содержащий мел Ca CO3, сканирующая электронная микрофотография, бар 19 мкм.

железки с поверхностью листа, наполнена густой цитоплазмой. В ней располагаются клеточные органеллы и везикулы. В клетке - пузыре большую часть объема занимают центральная вакуоль (в которой накапливаются соли и откладываются в виде кристаллов) и тонкий слой пристеночной цитоплазмы с хлоропластами, митохондриями, тельцами Гольджи, многочисленными везикулами и эндоплазматическим ретикулюмом. Стенка клетки, расположенной между ножкой железы и пузыревидной клеткой, пронизана многочисленными плазмодесмами, обеспечивающими симпластическую связь между клетками. Структура пузыревидных волосков Atriplex nummularia напоминает структуру описанного выше вида лебеды, но имеет очень крупную головку — до 100—200 мкм Рис.39.Пузырчатый солевой волосок Atriplex halimus (Адаптировано по [Fahn,1979; Buvat, 1989].

Cтрелками показано направление активного транспорта солей. 1- Пузырчатая головка, 2 – ножка волоска. 3-эпидермис. Пути ионного транспорта. Прерывистая линия - апопластический транспорт, сплошная линия - симпластический транспорт [снимок Smaoui A.1975 из монографии Buvat, 1989].

[Uchiyama, Sugimura, 1985]. Кремниевые соли, а также соли кальция и магния, образуют у железок на нижней стороне листа Atriplex sp.

кристаллы, которые хорошо видны в виде темных пятен (регистрация обратно рассеянного от биообъекта света ближнего инфракрасного диапазона [Кутис и др., 2005]) под оптическим когерентным микроскопом [Roshchina et al., 2007b]. Кристаллы имеют размеры порядка 20-40 мкм. Профили интенсивности томографического сигнала вдоль отрезка, проходящего через обе стенки железки и включение внутри нее, которое рассеивает зондирующее излучениесил сильнее, чем окружающее его жидкостное содержимое. Более того, данные указывают на слоистость кристаллического образования.

Солевая железка растения Cynodon (сем. Poaceae), напротив, имеет крупную базальную клетку (разросшуюся эпидермальную) и мелкую верхушечную [Thomson, Healey, 1984]. Солевые железки Avicennia состоят из одной базальной и 8-12 радиально расположенных секреторных клеток [Thomson, Healey, 1984]. В структуре содержимого клеток наряду с общими чертами ультраструктуры наблюдаются различия в степени вакуолизации, количестве и плазматического ретикулюма и активности аппарата Гольджи [Васильев, 1977; Thomson, Healey, 1984; Uchiyama, Sugimura, 1985].

Кристаллы соли часто видны в солевых железках Chenopodium album L. в люминесцентный микроскоп при возбуждении ультрафиолетовым светом в диапазоне 360нм (Рис. 40 А). Свечение зеленого цвета может быть связано с присутствием фенольных соединений в кристалле, поскольку чистые соли обычно не флуоресцируют.

–  –  –

В оптическом разрезе вид железы в конфокальный микроскоп представлен отложениями соли по краям слоистой структуры (Рис.40 Б). В спектрах флуоресценции желез и смывах с листа - экстрактах различными растворителями (Рис.40 В) преобладают максимумы в голубой (420-430 нм) и в зелено-желтой (530-560 нм) областях спектра.

В железистые клетки соли попадают вместе с транспирационным током из ксилемных окончаний проводящих пучков. Их движение осуществляется в основном по апопласту. Однако часть ионов может поступать в клетки железок и по симпласту — через плазмодесмы из цитоплазмы клеток мезофилла. Затем из цитоплазмы пузыревидной клетки ионы проходят через плазмалемму с помощью механизмов активного транспорта (активная экриновая секреция) в экстраплазматическое (свободное пространство) c последующим выделением через поры в кутикуле пузыревидной клетки [Thomson, Healey, 1984]. Дополнительным механизмом, участвующим в выделении солей, может быть гранулокриновая секреция Это подтверждается электронноВасильев, 1977].

микроскопическими исследованиями, в которых показано [Platt-Aloia et al.,1983], что у галофита Tamarix aphyllia ионы перед секрецией компартментируются в микровакуолях и с их помощью проникают через плазмалемму на поверхность гланд. В пузыревидной клетке соли накапливаются также в крупной центральной вакуоли, куда они поступают из цитоплазмы через внутреннюю мембрану — тонопласт. Проникновение осуществляется при участии активных механизмов, локализованных в тонопласте. Для этого процесса АТР поставляется митохондриями пузыревидной клетки. Возможно также участие хлоропластов в снабжении энергией, так как они присутствуют в клетке ножки и пузыревидной клетке [Osmond et al., 1969]. По другим данным [Люттге, Хигинботам, 1984], эти пластиды фотосинтетически неактивны и, следовательно, не могут участвовать в снабжении секреторных клеток энергией. Накопление соли в клетке-пузыре продолжается до тех пор, пока клетка не разорвется, вылив соли на поверхность листа [Thomson, Healey, 1984; Uchiyama, Sugimura, 1985]. Можно считать, что этот процесс происходит по типу голокриновой секреции. Солевые железки солеустойчивого вида Aviсennia marina (сем.

Verbenaceae) по описанию [Ish-Shalom-Gordon, Dubinsky, 1990] экскретируют соль с помощью двух механизмов - мерокриновой и голокриновой секреции (Рис. 41). В случае Рис.41. Схематическое изображение двух способов секреции соли из солевых желез Avicennia marina [Ish-Shalom-Gordon, Dubinsky,1990] I - мерокриновая секреция. II голокриновая секреция. 1 - эпидермальная клетка, 2 - кутикула, 3 - клетка ножки, 4 секреторная клетка, 5 - поры в кутикуле, 6 - субклеточное пространство, 7 - везикула.

мерокриновой секреции (Рис.41. I) в субклеточном пространстве солевой раствор смешивается с пектиновыми веществами и протекает через поры в кутикуле, образуя баллоноподобную везикулу, которая увеличивается в размерах, пока не произойдет разрыв пузырька. При голокриновой секреции (Рис.41 II) - солевой раствор аккумулируется в субклеточном пространстве, вызывая высокое давление на кутикулу, которая разрывается, и солевой раствор вытекает. Первый механизм осуществляется в растении регулярно, тогда как второй - изредка.

По наблюдениям А.А. Степановой [1983] и A.E. Васильева [Vasilyev, Stepanova, 1990], в клетках солевых железок листа кермека плосколистного Limonium platyphyllum (сем. Plumbaginaceae) мембрана вакуоли находится в тесной связи с плазмалеммой.

Возможно, что пассивное выделение ионов в оболочку происходит через этот контакт, а не путем экзоцитоза. Однако остается все же неясным, как и с помощью какого механизма преодолевается барьер плазмалемма — тонопласт.

Как активный физиологический процесс, секреция зависит от температуры и присутствия кислорода и тормозится ингибиторами метаболизма [Arisz et al., 1955;

Gorham, 1987]. Состав и концентрация секретируемых железами солей различны и определяются составом и концентрацией окружающего корни раствора. Концентрация солей в секрете обычно на 2 порядка выше, чем в ксилемном соке [Gorham, 1987], реже такая же.

В составе секрета обнаружены различные катионы, главным образом Na+, K+, Mg2+, Са2+ и анионы Cl-, NO3-, HCO3-, SO4-, а также органические вещества [Thomson, 1975;

Faradey, Thomas, 1986]. У растений Diplachne fusca имеются железки с порами для выхода солей наружу. На засоленной почве они выделяют на поверхность листа Cl-, Na+, а также K+, Mg2+, Са2+ [Breauv et al., 1983]. Секреция солей происходит, по-видимому, избирательно, и не все ионы легко сортируются. В опытах Винке с соавторами [Wieneke et al., 1987] при равном количественном составе солей в растворе, в который помещались срезанные листья Leptochloa fusca L.в их секрете количество ионов Na+ превышало содержание K+ -ионов. В этих же условиях ионов Cl- выделялось больше, чем Na+. В присутствии кальция секреция ионов хлора снижалась, и большее количество его удерживалось в тканях листа, а секреция натрия и калия немного стимулировалась.

Интенсивность секреции солей очень высока. Так вес жидкости, выдeляемой Limonium latifolium за сутки, равен половине веса листа [Arisz et al., 1955] У солевых железок растений Cynodon скорость выделения соли (NaCl) составляла 2,14x10-6 нмоль/сут на железку, или 5,25x10-9 нмоль/с. м2 [Oross et al, 1985]. Для других растений сведения приведены в табл.5. Способность экскретировать соль зависит от видовых особенностей растений: она выше у обитателей мангровых зарослей, засушливых, пустынных и засоленных районов.

При низкой концентрации солей в окружающем растворе солевые железки выделяют почти чистую воду и, таким образом, функционируют как обычные гидатоды [Васильев, 1977; Эсау, 1969]. Следует отметить, что некоторые исследователи не выделяют

–  –  –

солевые железки в особую группу секреторных образований, а рассматривают их как водяные железки-гидатоды, которые сходны с ними по структуре и функции.

Выделительная функция солевых железок рассматривается как приспособление к избыточному засолению, с помощью которого поддерживается солевой баланс растений.

Благодаря этой особенности некоторые представители сем. Plumbaginaceae выносят значительное содержание в почвах тяжелых металлов и других вредных веществ. Так армерия Галлера Armeria halleri нередко встречается на старых отвалах медных рудников в странах Западной Европы, и этот вид, вероятно, может использоваться в соответствующих районах при озеленении шахтных отвалов.

3.3. СЕКРЕЦИЯ НЕКТАРА Секреция нектара осуществляется специализированными секреторными образованиями — нектарниками, которые расположены на цветках (флоральные нектарники) и вегетативных органах (экстрафлоральные нектарники) [Pacini, Nepi, 2007]. Флоральные нектарники занимают на цветке разное положение. Кольцеобразные, дисковидные или другой формы нектарники располагаются под тычинками, у основания завязи, между тычинкой и завязью, иногда в виде железистых многоклеточных волосков на лепестках.

Нектарники. Цветки Австралийского кустарника Thryptomene calycina (ceм. Myrtaceae) включают два типа секреторной ткани (Рис.42). Нектарники флоральной трубки секретируют нектар богатый фруктозой и галактозой возможно через многочисленные устьица в эпидермисе. Другой тип нектароносных желез в пыльниках содержит липиды и, вероятно, фенолы. Они секретируют нектар через пору на конце железы, где он Рис. 42. Продольный разрез цветка Thryptomene calycina [Beardsell et al. 1989]. G - Железа пыльника N - нектароносная ткань флоральной трубки (т). S - столбик пестика. О - яйцеклетка, окруженная губчатой тканью (ST) и субэпидермальный слой рассеянных масляных желез (OG). Se

- лепесток. А - пыльник.

смешивается с пыльцой, образуя источник питания для насекомых. Эта двойная секреция питательного материала необходима, чтобы цветок посещали как можно больше разнообразных насекомых-опылителей. Кроме нектарников флоральной трубки и пыльников имеются рассеянные масляные железы субэпидермального слоя. Завязь цветка снаружи также покрыта рассеянными масляными железками [Beardsell et al., 1989].

Интересный пример нектароносной функции - нектарники Asclepias syriaca (сем.

Asclepiadaceae), расположенные в особых углублениях (камерах) рыльца пестика [Kevan et al., 1989]. Нектар, находящийся в камере рыльца, является средой развития пыльцы. В сухой стигматической камере пестика пыльца не развивается. Для прорастания пыльцы нектар должен содержать 5-30% сахаров, необходимых для развития пыльцы и также для кормления опылителей-насекоыых. В жаркие сухие дни нектар испаряется, и концентрация раствора сахара превышает 40%, что может ингибировать прорастание пыльцы. Однако как только ночью цветок покроется влагой, пыльца вновь начинает прорастать [Kevan et al., 1989].

Экстрафлоральные нектарники встречаются на стеблях, листьях, прилистниках и цветоножках цветков. Внешний вид нектарника дистальной части чашечки Campsis radicans показан на рис. 43. Нектарники чаще всего возникают из эпидермальных и Рис.43. Нектарники. Слева.Экстрафлоральные нектарники (н) Campsis radicans на наружной стороне дистальной части чашечки [Fahn, 1979]. а — чашечка и часть трубки венчика, х 5; б — два нектарника (сканирующая электронная микрофотография, увел. 50). Справа. Флоральные нектарники в окрашенных участках лепестков цветка Alstroemeria sp. Под снимком спектры флуоресценции в УФ- свете [адаптировано по Roshchina, 2008] субэпидермальных клеток, которые становятся меристематическими, многократно делятся,образуя железки разной формы (нектарники-эмергенцы). Ряд растений имеют нектарники, морфологически никак не выраженные, и в этом напоминают флоральные у Alstroemeria (Рис.43). В этом случае функции нектарообразования и нектаровыделения выполняют сами эпидермальные и суб-эпидермальные клетки тех или иных частей цветка.

Например, нектар выделяют основания тычиночных нитей и лепестков чая Thea, стенки завязи жасмина Jasminum. У однодольных растений нектарники состоят лишь из одного слоя железистой эпидермы.

Структура нектарников разнообразна и иногда достигает большой сложности.

Представленное на рис.44 схематическое изображение экстрафлоральных нектарников может использоваться для ознакомления со структурой этих образований. Основной в нектарнике является секреторная ткань, выделительные клетки которой отличаются высокой активностью обмена веществ. Секреторная ткань располагается под эпидермисом, Рис.44.Схематический рисунок экстрафлоральных нектарников Ailantrhus glandulosa в продольном разрезе[Clair-Maczulajtys et Bory, 1983]. 1. Нектарник средней части листа, находящийся в погруженном состоянии, х 45; 2. Нектарник стебельчатого прилистника, х

210. ВЭ – верхний эпидермис, НЭ – нижний эпидермис, К – кутикула, У – устьице, ЖВ – железистые волоски, ПВ – прозрачные волоски, ПП – палисадная паренхима, ГП – губчатая паренхима, ТПН -ткань призматического нектарника, ЗНТ -зона транспорта нектара, С – сосуды, П – пора, Н – нектар, А – алкалоиды, Т – таннины (на темном участке рисунка 1 справа), Х – оксалат кальция.

покрытым кутикулой, которая защищает нежные выделительные ткани. Эпидермис иногда имеет устьица. Нектарники тесно связаны с проводящими пучками, так как для их деятельности необходим постоянный приток органических веществ. Проводящие пучки или проникают в секреторную ткань, или заканчиваются слепо поблизости от поверхности нектарника, и питательные вещества поступают к ним через клетки паренхимы. У представителей семейства Maranthaceae имеются неструктурированные нектарники (лишенные дифференцированной нектароносной ткани) [Kirchoff, Kennedy, 1985]. У этих растений нектар секретируется нектароносной паренхимой и затем выделяется через пору.

Подобные нектарники часто располагаются в месте соединения влагалища листа с черешком. Снаружи их можно отличить от окружающей ткани только по более светлому цвету и отсутствию волосков.

В период секреции клетки нектарников заметно отличаются друг от друга в зависимости от рода растения [Васильев, 1977; Wist, Davis, 2006]. Однако богатство клеток цитоплазмой и насыщенность ее клеточными органеллами — пластидами, митохондриями, рибосомами и другими структурами — являются, по-видимому, общими чертами ультраструктуры нектарников. В них в период секреции иногда наблюдается разрастание плазмалеммы, обусловленное увеличением поверхности клеточных стенок. Подобные изменения могут способствовать секреции путем экзоцитоза (гранулокриновая секреция).

Кроме того, большая поверхность плазмалеммы обеспечивает больше места для мембранных насосов и систем переносчиков [Люттге, Хигинботам, 1984].

Состав нектара. Нектар, продуцируемый секреторными структурами, является сложным комплексом веществ, в котором преобладают сахара, главным образом сахароза, глюкоза, фруктоза, мальтоза, рафиноза и др. Однако среди углеводов распространены три первых сахара [Winter, Huber, 2000]. По содержанию сахаров нектары покрытосеменных принято делить на три группы: нектары с преимущественным содержанием сахарозы, нектары с преобладанием глюкозы и фруктозы и нектары с равным содержанием всех трех сахаров.

У цветковых и нецветковых нектарников Sansevieria есть заметные различия в соотношении дисахаридов и моносахаридов: у первых преобладает сахароза, тогда как у вторых — глюкоза и фруктоза [Tanowitz, Kochler, 1986]. Отношение дисахаридов к моносахаридам варьирует в нектаре цветков от 1 до 4,4, тогда как в нецветковом нектаре оно гораздо меньше — от 0,16 до 0,55. В целом сахара составляют 12—87% сухого вещества экскрета [Fahn, 1979].

Кроме того, в состав нектара входят аминокислоты, содержание которых незначительно [Baker H, Baker I. 1973]. В нектарах обнаружены все протеиногенные аминокислот.

Среди них наиболее распространенны ми являются 10 аминокислот:

аргинин, гистидин, лизин, триптофан, фенилаланин, метионин, треонин, лейцин, изолейцин и валин. У австралийских видов Acacia нектар включает до 18 видов аминокислот, в основном глутамин, фенилаланин, тирозин, и их количество достигает 6,7 мкмоль/мл [Кnох et al., 1986]. Часто встречаются также глутаминовая и аспарагиновая кислоты. Секреция сахаров и аминокислот происходит, по-видимому, независимо друг от друга. Это было показано [Gottsberger et al., 1989] при анализе цветочного нектара 4-х видов растений Hibiscus rosa-sinensis, Malvaviscus arbreus, Abutilon pictum, Fushsia speciose [Gottsberger et al., 1989].

Помимо сахаров и аминокислот, в состав нектара входят белки, органические кислоты, витамины, ферменты, минеральные соли [Васильев, 1977; Fahn, 1979]. Иногда цветочные нектары содержат токсины, химическая природа которых не всегда установлена, чаще всего это терпеноиды, алкалоиды и гликозиды [Murphy,1992].

Пирролизидиновые алкалоиды найдены в меде ряда растений, основой которого является нектар [Deinzer et al, 1977]. Недавно в составе нектара нашли пролин [Carter et al., 2006].

Нектар цветков Ruta graveolens содержат набор кумариновых производных [Андон, Денисова, 1974]. Токсический гликозид арбутин определяет токсичность нектара багульника Ledum palustre (Ericaceae), а сапонины - каштана конского Aesculus hippocastanum [Baker, Baker, 1983]. Алкалоиды найдены в нектаре рыльца пестика табака Nicotiana sylvestris [Baker, Baker, 1983]. Помимо указанных соединений, в нектаре могут быть белки, например у табака Nicotiana найдены нектарины, специфические растворимые белки [Carter et al., 1999; Carter, Thornburg, 2000; 2003; 2004 b,c; Thornburg et al., 2003]. Они различаются по своему составу: нектарин - гермино-подобный белок с марганецсуперосиддисмутазной активностью, а нектарин III - бифункциональный фермент с свойствами монодегидроасорбат редуктазы и карбангидразы, тогда как нектарин V содержит флавин и как оксидаза окисляет глюкозу. В качестве защиты от патогенов в нектаре встречаются ферменты глюканаза и хитиназа [Gonzlez-Teuber et al., 2010].

Кроме того, флоральный нектар часто выделяет своеобразные ароматические вещества, что играет роль в привлечении насекомых для опыления и поедании растений травоядными животными. В частности, показано, что летучие соединения цветочного нектара Cactylanthus taylorii явно участвуют в процессах опыления, как аттрактанты опылителей [Ecroyd et al., 1995]. Например, терпеноид линалоол цветочных нектарников может участвовать в химических взаимодействиях растения с опылителями [Raguso, Pichersky, 1999]. Присутствие во флоральном нектаре фенолов служит биохимическим маркером сбора пыльцы с растений вереска, где эти соединения найдены в заметных количествах [Ferreres et al., 1996]. В нектаре найден и витамин С [Griebel, Hess, 1990].

Изменения общего метаболизма крахмала в нектарниках способны регулировать состав и выделение флорального нектара [Ren et al., 2007].

C использованием лазерного масс- спектрометрического микроанализатора изучен катионных состав нектара 20 видов растений [Heinrich, 1989]. Преобладающим катионом в нектаре являлись ионы К+ (35-74% от общего содержания катионов). Концентрации остальных катионов уменьшались в следующем порядке Na+ (в среднем 17,9%), Са2+(12,8%), Mg2+(5,9%), Al (4,6%), Fe2+(1,2%), Mn (O,8%). Ионы играют существенную роль в cекреции нектара [Kronestedt and Robards, 1987; Kronestedt-Robards et a1., 1989].

Количество Са2+ и Mg2+увеличивается на поздних стадиях секреции: Са2+ на 47% - с 18 до 26,46 мкг.г-1 сырой массы, Mg2+ нa 56% - с 8 до 12 мкг.г-1 сырой массы. Что касается K+, то особой разницы в его содержании на разных этапах секреции не обнаружено. Содержание ионов Na+ на поздней стадии увеличивалось с 30 до 38 мкг.г-1 сырой массы, что тоже не очень существенно [Kronestedt-Robards et al., 1989]. Кислотность нектара может быть разной - от очень кислого рH 3 у Silene alba (сем. Caryophyllaceae) до очень щелочного рH 10 у Viburnum costaricanum (сем. Caprifoliaceae) [Baker, Baker, 1983].

Различия в составе нектара и нектарников можно наблюдать и в неповрежденной ткани или отдельных клетках с использованием люминесцентной микроскопии и ее модификаций – микроспектрофлуориметрии и конфокальной микроскопии [Roshchina et al., 1998a; Roshchina, 2008]. Показано, что некоторые нектарники и нектар содержат флуоресцирующие органические компоненты, и различия в их составе отражаются в спектрах флуоресценции (Рис. 45). Эмиссия, возбуждаемая ультрафиолетовым светом, наблюдается в голубой или зеленой области спектра, и в отличие от собственно нектарников, нектар имеет более выраженные максимумы в обеих областях спектра.

Флоральный нектарник у Passiflora coerulea содержит нектар с определенным количеством фенолов, флуоресцирующих при возбуждении в ультрафиолете с двумя максимумами 480 и 550 нм в зелено-желтой области спектра. В экстрафлоральных нектарниках (на листовых черешках) того же растения нектар флуоресцирует, главным образом в голубой области с максимумом 460-470 нм (возможно за счет терпеноидов), что указывает на иной состав компонентов секрета. Фенольные соединения флорального нектара могут участвовать в окислительно-восстановительных реакциях, которые являются элементами защиты от атаки микробов [Carter, Thornburg, 2004a; Carter et al., 2007]. Нектарники могут продуцировать защитные вещества [Horneret al., 2007].

В зависимости от расположения и вида нектарников состав секрета может значительно изменяться. Это можно продемонстрировать на примере растения вигны Vigna unguiculata, у которого нектарники располагаются на листовых прилистниках и цветках (табл.6). Особенно большие различия наблюдаются в балансе между сахарами и другими органическими соединениями. В нектарниках прилистников более низкое отношение аминосоединения/сахара, чем в нектарниках цветков. В этих же структурах содержится существенно меньше органических кислот [Pate et al., 1985]. Состав сахаров нектара, как, Рис.45. Схематичный рисунок и спектры флуоресценции интактных клеток нектарников цветка (вверху слева) и листового черешка (вверху справа) у Passiflora coerulea.

Адаптировано по [Roshchina, 2008]. Стрелками показано расположение нектарников и нектара.

например, у растений рода Acacia, может значительно меняться в зависимости от погодных условий [Knox et al., 1986]. Продукция углеволов нектара и его состав значительно Таблица 6. Состав органических растворимых соединений нектара из нектарников листовых прилистников, цветков соцветий и флоэмного сока замороженных плодов Vigna unguicutata L. [Pate et al., 1985].

–  –  –

варьируют в зависимости от строения нектарников и их локализации в индивидуальных цветках [Davis et al., 1998].

Источником сахаров для образования нектара лишь в небольшой степени являются резервы самой секретирующей клетки. Большая часть поступает из потока ассимилятов по ситовидным трубкам. Основную роль в таком движении, как полагают [Васильев, 1977;

Зауралов, 1985], играет симпластический транспорт — передвижение по цитоплазме и плазмодесмам. Однако, в основном, склонны считать [Курсанов, 1976], что движение идет преимущественно по апопласту — межмицеллярным и межфибриллярным пространствам клеточных стенок, которые представляют меньше препятствий для движения.

Опыты с введением в среду С-сахаров показали, что основным транспортируемым сахаром является сахароза, иногда с небольшим гидролизом на конечной стадии секреции [Nicol, Hall, 1988] Однако у представителей сем. Rosaceae, как показали Белецки и Редгвелл [Bileski, Radgwell, 1980] основным транспортируемым углеводом при ceкреции нектара является сорбитол.

В нектарниках идет превращение углеводов в нектар определенного состава, характерного для данного вида [Schnepf 1974; Зауралов, 1985]. Выделившийся нектар не идентичен флоэмному соку. Сравнение состава флоэмного сока и нектара (см. табл.6) показывает, что нектар содержит гораздо больше сахаров и меньше азотистых веществ, чем флоэмный сок. Таким образом, по мере продвижения сока флоэмы и превращения его в нектар происходит избирательное удерживание азотистых компонентов и метаболическое превращение сахаров [Pate et al., 1985].

Транспорт нектара. Предполагаемая модель транспорта и выделения нектара секреторными волосками канатника Abutilon striatum (сем. Malvaceae) представлена на Рис.46. Каждый трихом покрыт эпидермисом и состоит из клетки ножки (5), промежуточных клеток (3 и 4), транспортирующих преднектар, и клетки головки (2).

Первым этапом транспорта нектара служит выход флоэмного сока из ситовидных трубок.

Дальнейший транспорт возможен как по симпласту через плазмодесмы (7), так и по клеточным стенкам - апопласту (7). Робардсу и Старку [Robards, Stark, 1988] методом электронной микроскопии и техникой замораживания-скалывания удалось показать существование в клетках секретирующего волоска стабильной внутриклеточной мембранной системы, называемой секреторным ретикулюмом (8 и 9). Эта мембранная система тесно связана с плазмалеммой. Наполнение секреторного ретикулюма ceкрeтом ведет к повышению гидростатического давления, что, как полагают, происходит за счет гидролиза сахарозы, основного транспортного сахара, до глюкозы и фруктозы.

Рис.46. Движение нектара по секреторному волоску. Адаптировано по Робертсу и Старку [Robards, Stark, 1988]. 1- капля секрета. 2- клетка головки. 3-6 – клетки ножки, по которой к клетке головки идет преднектар и затем нектар. 7 - отдельная клетка, в которой есть секреторный ретикулюм (целая клетка и отдельный участок апопласта между клеточной стенкой и плазмалеммой). 8 и 9 - секреторный ретикулюм и 10 – его мембрана, примыкающая к плазмалемме. 11 – плазмалемма. 12 – клеточная стенка.

В свою очередь это ведет к открыванию предполагаемых ”сфинктеров” в месте контакта цистерны сеиретируемого ретикулюма и плазмалеммы, которые открываются наружу, и таким образом секрет попадает в апопласт. Выделение нектара происходит через верхушечную клетку (головку), при этом нектар преодолевает плазмалемму и клеточную оболочку.

Механизм мембранного транспорта при секреции неясен. Возможно, что секретируемые сахара передвигаются в фосфорилированной форме. В качестве механизма выделения нектара из верхней клетки трихома рассматривается экринная секреция. В случае Abutilon возможно участие механизма котранспорта (совместный транспорт) системы Н+ - caxар [Robards, Stark, 1988]. Предполагается и участие гранулокриновой секреции. Нектар сначала аккумулируется в эндоплазматическом ретикулюме, а затем в отпочковавшихся от него везикулах транспортируется через наружную цитоплазматическую мембрану путем экзоцитоза [Fahn, 1979; Зауралов, 1985; Robards, Stark, 1986]. Имеются данные и о том, что в различных железах могут работать разные механизмы секреции нектара.

Пройдя плазмалемму, нектар выделяется через клеточную оболочку. Считается, что она легко проницаема. Но на ее поверхности есть кутикула. Растворенные сахара могут через нее просачиваться, если в кутикуле есть поры [Fahn, 1979]. У родов Citrus, Ruta и Vinca rosea нектар выделяется через устьица [Jeffгее, 1986]. Если же толстая кутикула не имеет пор, то нектар накапливается между кутикулой и оболочкой в так называемом субкутикулярном пространстве и, разрывая кутикулу, выходит на поверхность. У австралийских видов Acacia кутикула на поверхности нектарников не имеет видимых пор и разрывов, но очень тонка (менее 1,6 мкм) и имеет дискретные зоны высокой и низкой электронной плотности [Knox et al., 1986]. Возможно, что через эти полупроницаемые участки диффундирует нектар, формируя капли на поверхности железы.

Продолжительность периода секреции нектара разная. Экстрафлоральные нектарники молодых деревьев австралийских видов Acacia могут секретировать весь год, особенно в условиях вегетационного домика [Knox et al., 1986]. Однако взрослые деревья резко увеличивают продукцию нектара во время цветения осенью. В этот период каждый нектарник может выделять до 15 мкл в день и не меньше 3,5 мкл нектара. Максимальное количество нектара у разных растений секретируется в разное время суток. Наиболее интенсивная секреция у лимона Citrus limon [Fahn, 1979] и австралийских видов Acacia [Knox et al., 1986] приходится на утренние часы, у настурции Tropaeolum majus наблюдается в полдень и вечером [Fahn, 1979]. Скорость выделения нектара довольно высока. За 2—3 дня нектарники банана Musa выделяют 1—2 мл приблизительно 32%-го раствора сахара, или 25-50 мкмоль/ч на цветок. Для сравнения приводим скорость выделения глюкозы из запасающих эпидермальных клеток лука Allium L. В раствор, не содержащий сахара. По данным Люттге и Хигинботам [Люттге, Хигинботам, 1984], она составляет всего 10 нмоль/час см2. У Vaccinium myrtillus L. [Pahlke, 1989] скорость выделения нектара цветками на единицу площади составляла 1,34-0,68 г м-2 в сутки, а на один цветок в зависимости от возраста цветка 0,66-2,7 мг в сутки. За весь период цветения (14 дней) цветками образуется 6,45-3,2 г м-2 нектара. У Acacia terminalis наибольшее количество нектара у цветущих растений достигает 15 мкл в день на 1 нектарник. При дожде количество секретируемого нектара увеличивается, туман такого действия не оказывает [Knox et al., 1985]. При выделении нектара концентрация и состав сахаров в нем может изменяться. Так при 20o С цветки Strelitzia reginae выделяли нектар со скоростью до 5 мг/ч сахара в течение 7 суток. В начальный период концентрация сахара достигала 25%, а в конце секреции менее 10% [Kronestedt-Robards et al., 1989]. В этом же растении в начале секреции количество глюкозы и фруктозы секретируется меньше, чем сахарозы, а затем, наоборот до окончания секреции. При этом отмечен постоянный уровень (на 1 г.

сырой массы) К -30 мкг и Na -150 мкг и возрастание уровня Са -47 и Mg -56 к концу периода секреции [Kronestedt-Robards, 1989].

–  –  –

Интенсивность выделения нектара зависит от концентрации сахара, притекающего в нектарники [Pacini, Nepi. 2007]. Это было показано [Nichol, Hall, 1988] в модельных опытах с изолированными экстрафлоральными нектарниками клещевины Ricinus communis. В искусственной культуральной среде поддерживали секрецию изолированных нектарников (табл.7) только те сахара, которые содержит нектар (сахароза, фруктоза и глюкоза). Другие сахара не поддерживали секрецию. Выход нектара зависел от концентрации сахаров в культуральной среде.

Геном и нектарообразование. Прослеживается связь нектарообразования с геномом. В зависимости от плоидности растений существует определенная вариабельность в строении нектарников и их функции [Davis et al., 1996]. Генетическая связь существует и между размером цветка и объемом нектара [Galliot et al., 2006a], а также процессом нектарообразования и привлечением определенных опылителей у петунии [Galliot et al., 2006 b].

Особое значение приобретают генетические исследования путей синтеза нектара [Ge et al., 2000], в том числе с применением таких модельных систем как арабидопсис Arabidopsis thaliana, у которого удобно изучать экспрессию различных генов на мутантах [Kram, Carter, 2009]. Так у этого объекта обнаружен ген, кодирующий синтез инвертазы, найденной в клеточной стенке и необходимой для образования нектара [Ruhlmann et al., 2009]. Установлен ген, кодирующий GDSL липазу, секретируемую в составе нектара Jacaranda mimosifolia [Kram et al, 2008]. Кроме того, исследованы транскриптосомы совокупность генов, кодирующих компоненты флорального нектара [Kram et al., 2009].

Нектарники табака Nicotiana экспрессируют гены, кодирующие синтез специфических белков нетара - нектаринов, и эта эспрессия регулируется многочисленными промотерами [Carter, Thornburg, 2003].

Как синтез нектара, так и его секреция являются активными процессами, для которых необходима энергия клеточного метаболизма. Поставляет энергию в виде АТР окислительное фосфорилирование. Этому способствует наличие большого количества митохондрий в секреторных клетках с хорошо развитыми кристами. В связи с этим интересно сообщение О. А. Зауралова и др. [1986] о том, что в нектарниках тыквы Cucurbita pepo содержится больше фосфорных соединений, чем в других тканях растений.

Кроме того, максимум содержания фосфатов совпадает с периодом усиленной секреции нектара, что объясняется использованием фосфатов в процессах дыхания и транспорта сахаров через мембраны. Фермент АТФ-аза, необходимый для расщепления АТФ при активной секреции локализуется в эпидермисе, то есть на конечном этапе ceкреции [Nichol, Hall, 1988]. Как энергозависимый процесс секреция подавляется низкой температурой, анаэробиозом и ингибиторами дыхания (2,4 динитрофенол, фторид натрия и флоридзин) на 30-95% [Nichol, Hall, 1988].

Значение выделения нектара. Обычно выделение нектара рассматривается как экологическое приспособление для привлечения на цветки насекомых-опылителей, следовательно, нектар является аттрактантом для этих насекомых. Нектар, секретируемый ловчими насекомоядными растениями Nepenthes, Cephalotus, Sarracenia, Darlingtonia служит наиболее эффективной приманкой для определенных насекомых [Joel and Juniper, 1982; Joel, 1986].

Однако приспособление растений к опылению состоит не только в привлечении насекомого нектаром и специфической морфологической организации цветка. В ряде случаев существенную роль играет ответ секретирующей ткани на механическое давление или раздражение со стороны насекомого. В волосках нектарника при раздражении немедленно генерируется потенциал действия, который распространяется от места раздражения по железистым клеткам и тяжам протофлоэмы во флоэму проводящих пучков, стимулируя нектарообразование и нектаровыделение. Молоток с сотрудниками [1968] проследили за функциональной активностью нектарников при механическом раздражении цветка, липы мелколистной Tilia cordata Mill. Нектарники в цветках липы располагаются на верхнем участке внутренней поверхности чашелистиков, покрытых волосками эпидермального происхождения. Под влиянием механического воздействия на волоски нектарника в клетках выделительной железы и проводящего пучка возникает потенциал действия. Во флоэмных клетках потенциал действия характеризовался амплитудой 60-80 мв, секреторных клетках - не более 30-40 мв. Лина мелколистная секретирует большое количество нектара (более 5 мг на цветок). После механического раздражения нектарника кисточкой (через каждые 3 сек.) в проводящих пучках цветков липы наблюдается стимуляция выделения нектара. Уровень стимуляции достигает 13-27%.

Функция потенциала действия может состоять в изменении проницаемости и энергетики клеток проводящих путей, а также в развязывании или стимуляции определенных реакций метаболизма железистых клеток, обеспечивающих переработку в нектар поступающего флоэмного сока.

Возможно, что нектар имеет и другое значение. Он стимулирует прорастание пыльцы на рыльце пестика [Карташова, 1965] и может содержать репелленты, отпугивающие нежелательных насекомых [Baker, Baker, 1982]. Функцию защиты растения от травоядных насекомых (например, тлей) могут выполнять и экстрафлоральные нектарники, привлекая муравьев, которые, собирая сладкие выделения растений, отпугивают насекомыхвредителей [Харборн, 1985]. Поскольку нектарники встречаются и на листьях, и на нецветковых растениях (папоротники), их физиологическую роль следует рассматривать в более широком плане [Курсанов, 1976]. Высказываются предположения, что через нектарники растение освобождается от избытка сахаров, если их поступает в тот или иной участок растения больше, чем может использоваться.

Однако значение нектара, по-видимому, не ограничивается теми функциями, которые уже перечислены выше. Опытами с введением радиоактивных изотопов показано, что нектар используется самим цветком, так как происходит его поглощение клетками цветка.

В момент опыления сахара нектара, меченные С, обнаруживаются в области рыльца, а после оплодотворения — в области семезачатков, где в это время начинается развитие зародыша. Кроме того, вещества нектара передвигаются и в другие части растений — листья, корни. Предполагается, что нектарники синтезируют, подобно эфиромасляным железкам, какие-то гормональные вещества, необходимые для процессов оплодотворения, развития завязи и плода. Возможно, такими веществами являются стероидные гормоны, которые обнаружены у высших растений. Сложным и слабо изученным вопросом является эволюция нектарников. Некоторый его анализ дается в обзоре Джеффри [Jeffree, 1986].

Предполагается, что экстрафлоральные нектарники появляются, только начиная с папоротников Pteridophytes. Дарвин в 1877 г. (цит. пo: [Jeffree, 1986]) впервые описал их у орляка обыкновенного Pteridium aquilinum. У папоротников нектарники, очевидно, выполняют защитную функцию, прежде всего от муравьев и других Arthropoda. Однако подобный защитный механизм характерен в основном для тропических видов, тогда как в умеренной зоне папоротники не секретируют нектар. Этот же феномен наблюдается у злаков, за исключением вида Campsis, который, хотя и растет в умеренном климате, происходит из тропической группы растений семейства Bignoniaceae. Таким образом, экстрафлоральный тип нектарников наиболее древний. Переход к флоральному типу нектарников начался у голосеменных Gymnospermae растений с появлением их у родов Ephedra и Welwitschia на репродуктивных органах. Однако флоральные нектарники не характерны для ветроопыляемых растений. Естественно, что они редко встречаются у покрытосеменных однодольных Monocotyledoneae растений по сравнению с двудольными растениями. Появление флоральных нектарников связывается с Dicotyledoneae перекрестным опылением.

3.4. ВЫДЕЛЕНИЕ УГЛЕВОДОВ Функцию секреции сахаров и полисахаридов на определенном этапе развития выполняет каждая растительная клетка при образовании клеточной оболочки (см. раздел 1.2). Однако в ряде случаев эта функция становится основной и выполняется дифференцированными секреторными клетками. К ним принадлежат одиночные клетки - слизевые идиобласты (см. раздел 1.5) и слизевые железки, относящиеся к внешним секреторным структурам.

Слизевые железки располагаются на разных органах: листьях, стеблях, корнях, бутонах, развивающихся плодах Как секреторные клетки могут [Tomoda.et al., 1987].

рассматриваться и периферические клетки корневого чехлика, которые отличаются от остальных клеток своей структурой [Rougier, 1981]. Они содержат развитый аппарат Гольджи с обычными и большими вытянутыми гипертрофированными цистернами, от которых отходят маленькие везикулы (из негипертрофированных цистерн) и большие (диаметром 0,3 мкм) сферические пузырьки (из гипертрофированных цистерн). Мембраны этих везикул включаются в плазмалемму, освобождая секрет в свободное пространство клетки, и затем секрет проходит через клеточную стенку.

Гелеподобная слизь, окружающая корневой чехлик, обнаружена у многих видов [Cкворцов, 1994]. Сухой вес слизи корневого чехлика 3-х дневных проростков кукурузы составляет 0,1%. Слизь, как и любой другой гель, обладает слабой водоудерживающей способностью. При водном дефиците слизь не выделяется из корня через клеточную стенку и накапливается в периплазматическом пространстве. При погружении такого корня в кювету с водой капля слизи появляется очень быстро (через 3-4 мин) [Guinel, McCully, 1986].

Основную часть полисахаридов слизи составляют - (14) глюкановые цепи, в которых много свободных гидроксильных групп. Общий молекулярный вес слизи корневого чехлика кукурузы составлял в дальтонах 2х106 [Paull et al., 1975] или 9х107 [Floyd, Ohlrogge, 1971]. В слизи также присутствуют моносахара [Mогге et al., 1967] и феруловая кислота [Harris, Hartley, 1976]. Остатки феруловой кислоты, связанные с гидрофильными сахарами, образуют диферуловые мостики между полимерами [Smith, Hartley, 1983]. В слизи корневого чехолика находятся белки и сахара - фукоза до 20%, арабиноза, ксилоза, манноза, галактоза, глюкоза. Общее количество полисахаридов, экскретируемое корнем, составляет от 15 до 20 мкг в экстрактах (100 мл) при отмывании в этом объеме воды от 200 до 300 корневых верхушек за 20 часов [Chaboud, Rougier, 1984].

По данным Паулла и др. [Paull et al., 1975] скорость выделения слизи корневым чехоликом кукурузы Zea mays составляет 0,79 мкг в час.

Лучше других растений изучен состав слизи, секретируемой корнями пшеницы Triticum и вигны Vigna [Moody et аl., 1988]. Водорастворимый компонент этих слизей состоит из углеводов, содержание которых достигает соответственно 95,5 и 97,5%, а количество белков - 5 и 3%. Основные моносахариды у пшеницы - арабиноза, ксилоза, глюкоза и галактоза, а у вигны доминируют арабиноза, галактоза и глюкоза. Содержание фукозы в слизи обоих корней незначительно. Слизь корней вигны включает больше уроновых кислот, чем слизь корней пшеницы (11,5 против 4%). Арабиногалактановый белок выявлен в слизи обоих видов корней [Moody et al., 1988].

Выделение слизи наблюдается и у папоротников. Молодые гаметофиты Botrychium dissectum (сем. Ophioglossaceae) продуцируют слизь, содержащую мукополисахариды, одевающие как покровом внешнюю поверхность проксимальных клеток (Рис.47. 1).

Гистохимическое изучение секрета показало, что в составе слизи содержатся сахара с соседними гидроксильными группами, карбоксилированные сахара и небольшое количество сульфатированных сахаров, белки и фенолы. Химический состав слизи папоротника существенно отличается от слизи, выделяемой корневой системой кукурузы.

Например, в составе слизи корней кукурузы входят цепи -(14)-глюкана и гидрофильные цепи фукозы и галактуроновой кислоты [Miki et al., 1980], а главными сахарами являются глюкоза (30%), фукоза (20%) глюкоза (18%) [Chaboud, 1983]. Слизь папоротника Botrychium (Рис.47. 1) имеет сходство с корневой слизью по физическим свойствам обнаруживает фибриллярные элементы после замораживания. Но она не содержит главных компонентов слизи корня кукурузы - -(14) -глюкана, а также сульфатированных сахаров [Melan, Whittier, 1989]. Есть и функциональные отличия между вышеупомянутыми видами слизи. Слизь папоротника защищает гаметофиты от Рис.47. Выделяющие слизь секреторные структуры. 1 -Молодой гаметофит папоротника Botrychium dissectum (Ophioglossaceae) с тонким кольцом слизи х 1,46 [Melan, Whittier,1989]. 2 и 3

– Пищеварительные железки ловушки насекомоядного растения Utricularia monanthos Hook (2продольный разрез ловушки, 3 – отдельный железистый волосок под сканирующим элетронным микроскопом). Адаптировано из [Fineran, 1985].

высушивания и действует как резервуар воды, но вряд ли имеет значение для предохранения от высыхания корней [Guinel, McCulli, 1986]. Скорее всего, слизь корня помогает микоризным грибам в инфицировании корневых систем, а также хемотаксическому привлечению симбиотических микроорганизмов [Rougier, Chaboud, 1985].

Выделение слизи и механизм слущивания клеток корневого чехлика Raphanus sativus рассматривается Е.М. Бармичевой [1982]. Секреция слизи, происходящая путем экзоцитоза, приводит к накоплению секрета за плазмалеммой, вызывает разрыв плазмодесм и закупоривание слизью плазмодесменных каналов. Со слизью транспортируются ферменты, которые вызывают разбухание срединной пластинки и изменение самих клеточных стенок. Все это приводит к нарушению связей между клетками и их обособлению. Таким образом, вокруг корня образуется чехол из слизи, облегчающий его продвижение в почве.

В ловчих образованиях насекомоядных растений Utricularia vulgaris, Drosera rotundifolia наряду с другими специализированными структурами имеются слизевые железы, выделяющие ловчую слизь, приклеивающую насекомое к поверхности листа [Juniper, 1986; Joel, 1986]. Слизь, выделяемая железками насекомоядных растений (см.

общий вид секреторных желез на примере Рис. 47. 2 и 3), отличается по составу от слизи папортника присутствием, помимо полисахаридов, ферментов трипсина, пепсина и холинэстеразы [Juniper et al., 1989; Roshchina and Semenova, 1995; Roshchina, 2008]. Слизь насекомоядных растений содержит и токсические вещества, парализующие насекомое.

Одно из них — алкалоид кониин — обнаружен у Drosera.

Выделения слизистой консистенции характерны и для желез рыльца пестика и являются приспособлением для прилипания к рыльцу пыльцевых зерен [Cresti et al., 1986].

Кроме того, слизистые секреты столбика пестика (накапливаются в межклетниках), внутри которого растет пыльцевая трубка, способствуют ее продвижению к яйцеклетке для последующего оплодотворения [Schmidt-Adam and Murray, 2002]. В экссудате рыльца пестика встречаются полисахариды и другие компоненты сложного состава (см. раздел 3.5.). Состав подобных выделений зависит от вида растений. Например, слизистый секрет рыльца у Lycopersicon peruvianum обогащен арабиногалактанами, но беден белками [Webb and Williams, 1988].

Наружные клетки семенной кожуры Linum, Cydonia также выделяют клейкую слизь, которая закрепляет семя на поверхности почвы и благодаря гигроскопичности улучшает водный режим всходов и защищает их от высыхания [Fahn, 1979]. Структура слизи семян имеет фибриллярный вид для ряда растений [Schnepf, Deichgraber, 1983 a,b]. К выделениям полисахаридной природы относятся и камеди, секретирующиеся при поранении растений (см. раздел 2.3.3.). Это явление возникает, например, при повреждении стволов и ветвей у Cerasus, Prunus и др.

Химический состав слизи у разных растений неодинаков, хотя все они являются полисахаридами с высокой молекулярной массой. Слизь листьев тисса Taxus faccata и туи Thuya occidentalis после гидролиза образует галактозу, рамнозу, глюкозу, арабинозу, ксилозу и небольшое количество (менее 5%) уроновой кислоты [Distelbarth, Kull, 1985]. Но в слизи волосков у окопника лекарственного Symphytum officinale, кроме указанных компонентов, присутствуют и алкалоиды, например симфитин и эхимидин (Рис.48), что, по-видимому, играет защитную роль от повреждения паразитами [Couet et al., 1996]. При аналогичной обработке слизи корневого чехлика Zea mays освобождаются глюкоза, галактоза, галактуроновая кислота, ксилоза, арабиноза, фруктоза, манноза [Fahn, 1979].

Ловчая слизь, выделяемая железками насекомоядных растений Drosera, Drosophyllum,

Рис. 48. Алкалоиды в слизи окопника лекарственного Symphytum officinale

Pinguicula и др., является кислым полисахаридом, состоящим из глюконовой кислоты, галактозы, арабинозы, ксилозы, рамнозы и других веществ [Fahn, 1979]. В составе слизи рыльца многих растений, кроме сахаров, образующихся при гидролизе полисахаридов, немало свободных моносахаридов, белков, аминокислот, фенолов [Knox, 1984], а также липидов [Cresti et al., 1986]. По химической природе и способу секреции слизевые полисахариды близки к пектиновым веществам матрикса клеточной стенки [Stephen, 1980].

Слизеобразующие клетки имеют строение, характерное для любых секреторных клеток (см. разделы 3.3; 3.6; 3.7). Синтез полисахаридов происходит у них в аппарате Гольджи из cахаров, притекающих в секреторные клетки из других органов. Выделение секрета осуществляется с помощью пузырьков Гольджи по гранулокриновому типу [Васильев, 1977; Fahn, 1979]. Кинетика образования слизи была определена [Peterson, Vermeer, 1984] в железках Mimulus tillingii (сем. Scrophulariaceae). Показано, что везикулы Гольджи занимают около 18,2% общего объема каждой секретирующей клетки и образуют 34,4 мкм3 слизи в минуту, т.е. около 530 везикул могут прилипать к плазмалемме каждую минуту. Слизь может откладываться между плазмалеммой и оболочкой или выдавливаться через клеточную оболочку и попадать наружу. В клетках корневого чехлика Zea mays слизь секретируется при участии фермента глюкозо-6-фосфатазы, локализованного в плазмалемме и клеточной стенке [Moore, McClelen, 1985]. Этот же фермент принимает участие в образовании и секреции слизи клетками животных.

Слизи, выделяющиеся на поверхность растения, могут играть роль смазочного материала при росте корней и заливать рану с поверхности при механическом повреждении. Предполагается, что слизь играет важную роль в защите растения от высыхания и повышает их морозоустойчивость. Эти выводы основаны на следующих экспериментальных данных. Выделенные и высушенные слизи листьев Taxus faccata и Thuya occidentalis способны связывать большое количество воды (до 300% сухого веса растения) [Distelbarth, Kull, 1985]. У морозостойких сортов обнаружено больше слизистых веществ, и их количество повышалось зимой, тогда как в летние месяцы оно было минимальным [Distelbarth, Kull, 1985].

Одной из функций корневого чехлика является восприятие силы тяжести, которое находится в зависимости от секреции слизи корневым чехликом. Недостаточная секреция слизи является причиной того, что первичные корни кукурузы Zеа mays агеотропного сорта не обладают чувствительностью к силе тяжести, вследствие утраты диктиосомами способности к секреции слизи [Mille, Moore, 1990]. Напротив, у гравичувствительного сорта кукурузы секреторные клетки выделяют большое количество слизи, которая заполняет все пространство между чехликом и основным телом корня. С помощью электронного микроскопа, в периферических клетках корневого чехлика выявлены диктиосомы с пузырьками, которые мигрировали к плазмалемме, сливались с ее мембранами и таким образом экскретировали слизь.

Слизь, выделяемая корнями, способна связывать тяжелые металлы и тем самым предотвращать повреждения, которые могут быть вызваны токсическими металлами:

алюминием [Horst et al., 1982], свинцом, медью, кадмием и цинком [Mench et al., 1978]. Но слизь связывает также необходимые микроэлементы, такие, как железо и марганец [Jauregesi, Reisenauer, 1982], и таким образом может осложнять минеральное питание растений. О способности слизей связывать минеральные элементы свидетельствуют также опыты [Mench et al., 1987], в которых из корневого экссудата Zea mays была выделена высокомолекулярная фракция 1 000 Да, состоящая в основном из белка и гликопротеидов. Эта фракция была способна связывать металлы в следующей последовательности: PbCuCdZn. Возможно, что существует несколько механизмов связывания металлов: адсорбция, образование комплексов или хелатов и др. [Mench et a!., 1987]. Более детально биологическая роль слизей, секретируемых корнями, и их основные свойства рассмотрены в обзоре [Rougier, Chaboud, 1985].

Сахара находят не только в слизи, но и в железистых волосках, например Oацилсахара в трихомах листьев Nicotiana attenuata, которыми питаются гусеницы [Weinhold.and Baldwin, 2011]. Сложные эфиры сахаров, например, такие как 6-0Ацил,2,3,4-три-0-ацил--D-глюкопиранозил--D-фруктофуранозид (см. формулу ниже) найдены и в железистых трихомах Nicotiana tabacum, где они встречаются вместе с терпеноидами (см. раздел 3.9) [Severson et al., 1985; Kandra, Wagner, 1988]. Предполагают [Weinhold.and Baldwin, 2011], что эти соединения являются компонентами защиты растения от поедания гусеницами. В систему защитных органов включают и железистые волоски B-типа дикого картофеля Solanum berthaltii Hawkes, которые содержат различные эфиры сахарозы [King et al., 1986;1987].

Чашечка цветка Ipomoea cairica (Convolvulaceae) имеет трихомы, продуцирующие кислые полисахариды [Paiva and Martins, 2011]. Поверхность растения, покрытая этим секретом весьма гигроскопична, поэтому предполагают, что выделение полисахаридов вместе с белками предохраняет клетки от высыхания.

3.5. СЕКРЕЦИЯ ПРОТЕИНОВ Секреция белков — довольно распространенное явление в растительном мире [Lttge,1971]. Они выделяются многими клетками, как специализированными, так и неспециализированными. В качестве наиболее яркого примера обычно рассматривается секреция белков-ферментов пищеварительными железками насекомоядных растений. Эти железки даже специально выделены для исследований из насекомоядного вида Nepenthes для исследования их химического состава [Rottloff et al., 2009].

Приспособления для дополнительного питания животной пищей имеют около 400 видов растений [Fahn, 1979; Juniper et al., 1989; Richards, 2001]. Лучше других изучены особенности строения представителей семейства Utriculariaceae. А. Л. Тамариным [1986] описана тонкая структура ловчих пузырьков Utricularia vulgaris. Приспособления для ловли и переваривания насекомых у этого растения представляют собой мелкие пузырьки, которые располагаются в количестве 60—70 штук на рассеченных на нитевидные доли листьях. Трихомы в ловчих пузырьках представлены десятью видами, среди которых находятся рецепторные, секреторные и всасывающие. Пищеварительные железки по виду напоминают эфиромасляные секреторные клетки (см. 3.6), а по внутренней структуре — секретирующие белок животные клетки. Они выделяют рибонуклеазу, липазу, эстеразу, кислую фосфатазу и огромное количество протеиназ [Fahn, 1979]. Гидролитические ферменты выделяются на поверхность листьев только после попадания на него насекомых.

Слизь включает ферменты трипсин, пепсин и холинэстеразу [Juniper et al., 1989; Roshchina and Semenova, 1995; Roshchina, 2008].

До этого ферменты синтезируются в секреторных клетках головки пищеварительной железки и накапливаются в большом количестве в периплазматическом пространстве и вакуолях. Ультраструктуре и общей анатомии секреторных структур у насекомоядных видов Pinguicula vulgaris, Drosera и Aldrovanda vesiculosa уделено большое внимание в работах ряда ученых [Васильев, Муравник, 1986; Vasilyev, Muravnik, 1988 a, b; Муравник, 1988; 1991; 2000; Муравник и др., 1995].

Появление насекомого в ловушке служит сигналом к началу экскреции белковой слизи из пищеварительной железы. Причем здесь играет роль не столько механическое раздражение, ибо капли дождя не вызывают экскреторного процесса, а скорее всего химическое, за счет азотистых органических веществ, выделяемых самими насекомыми.

Например, под влиянием такого стимула (добавления в жидкость покоящейся ловушки нуклеиновых кислот, белков и аммиачных солей) у насекомоядного растения саррацении Sarracenia purpurea, наблюдаются экспрессия протеаз, активность нуклеаз, РНК-аз и фосфатаз [Gallie and Chang, 1997]. Причем у молодых ловушек растения экспрессия гидролаз под влиянием раскрытия ловушки может развиваться в течение нескольких дней.

Воспринимают сигнал особые сенсорные клетки или сенсорные волоски, в которых генерируется потенциал действия, передаваемый от клетки к клетке [Volkov et al., 2009;

2011]. Подобный потенциал действия вызывает тигмонастические движения - скручивание или закрывание листа-ловушки у Dionaea и Drosera [Williams, Spanswick,1976; Bentrup, 1979]. Механизм явления - такой же, как и при возбуждении потенциала действия у животных - деполяризация мембраны (у Dionaea с амплитудой до 120 мВ) за счет изменения ионной проницаемости [Williams, Spanswick,1976]. Образование потенциала действия происходит за 2-3 минуты, и он распространяется в течение 12 минут. Часто, кроме триггерных волосков, у насекомоядных растений есть еще и привлекающие насекомых нектар-секретирующие железки, которые развиваются раньше, чем начинается секреция ферментов [Bentrup, 1979]. Роль электрических явлений в движениях ловчих систем у различных насекомоядных в последние годы активно изучается в ряде лабораторий [Volkov et al., 2009; 2010].

Электронно-микроскопический анализ железок листа Pinguicula vulgaris, также относящихся к семейству пузырчатковых (Utriculariaceae), проведенный А.Е. Васильевым и Л.Е. Муравник [1986], показал, что при переходе к синтезу и секреции гидролитических ферментов в секреторных клетках пищеварительных железок наблюдаются цитологические изменения. Возрастает объем гранулярного эндоплазматического ретикулюма, тогда как плотность распределения свободных рибосом не увеличивается.

Авторы полагают, что синтез гидролаз локализован на мембраносвязанных рибосомах и транспорт их к местам хранения может происходить как с участием, так и без участия аппарата Гольджи. Обстоятельный обзор о строении и функциях железистых волосков, связанных с ловчими пузырьками, приводит Файнеран [Fineran, 1985].

Другим примером клеток, секретирующих ферменты в процессе развития и эмбриогенезе, могут служить структуры семян [van Engelen, De Vries, 1992; Couto et al.,1994], в частности клетки алейронового слоя зерновок. При прорастании они синтезируют и секретируют в запасающие клетки эндосперма гидролитические ферменты амилазу, протеазу, фосфатазу, гликозидазу, РНКа-зу и др. Более детально изучен синтез и секреция -амилазы. Гистохимические эксперименты [Akazawa, Hara-Nishimura, 1985] показали, что изоэнзимы -амилазы образуются не только в алейроновом слое, но и в щитке, в котором определяются на более ранней стадии развития. Однако амилаза, синтезированная в щитке, составляет только 5—10% общей амилазы, секретируемой в эндосперм, а большая часть образуется в самом алейроновом слое [Akazawa, HaraNishimura, 1985]. С использованием меченного золотом антитела против -амилазы показано участие аппарата Гольджи в секреции -амилазы из алейроновых клеток [Gubler et al., 1986]. В результате секреции ферментов в эндосперм запасные вещества переходят в усвояемое состояние. Растворимые продукты гидролиза поглощаются шитком зародыша и расходуются на его рост [Васильев, 1977].

Фитогормоны, по-видимому, могут регулировать секрецию гидролитических ферментов. Инкубация изолированного алейронового слоя с гиббереллиновой кислотой (10-7М) вызывает синтез гидролитических ферментов и их секрецию. Полагают [Brown, Brodl, 1988], что гиббереллин управляет синтезом и секрецией этих белков в семенах ячменя Hordeum на уровне транскрипции. Абсцизовая кислота в этом процессе является антагонистом гиббереллина. Из других факторов существенное влияние оказывает тепловой шок, который вызывает прекращение синтеза секреторных белков и их секреции из алейронового слоя из-за диссоциации ламелл эндоплазматического ретикулюма и

-амилазной блокирования ассоциации мРНК в полисомах, связанных с эндоплазматическим ратикулюмом [Brown, Brodl, 1988].

Cекреция протеинов осуществляется и рыльцем пестика в процессах подготовки восприятия пыльцы, необходимой для оплодотворения. Поверхность рыльца покрыта железистым эпидермисом с богатыми цитоплазмой клетками, которые часто имеют форму сосочков и покрыты кутикулой (Рис.49). Измерение проницаемости [Reger, 1989] показало, что верхушка папиллы (сосочка) хорошо проницаема для секрета, а многочисленные разрывы кутикулы, возможно, служат для выделения поверхностного секрета и воды для смачивания пыльцы. В зависимости от состава эксудата различают рыльца с липофильным и гидрофильным секретом. Полагают [Dumas et al., 1988], что секреция липофильных соединений осуществляется по типу голокринной секреции, например, как у форзиции Forsythia (сем. Oleraceae). Гидрофильный секрет выделяется по типу гранулокринной секреции, как у Часто экссудат рыльца пестика содержит Aptenia cordifolia.

флуоресцирующие соединения – терпеноиды и фенолы [Roshchina, 2008].

Несмотря на разнообразие химического состава у растений разных видов основным веществом секрета рыльца являются белки. По химическому составу Рис.49. Экскреция секрета пестиками. Слева. Стереомикроскопия рыльца пестика тюльпанаTulipa sp. Адаптировано по [Roshchina et al., 2012]. 1а –общий вид, 1b и 1c -Сосочки с прозрачным и желтым секретом Справа. Электронная микроскопия разреза пестика Nicotiana tabacum.

Адаптировано по [Cresti et al., 1986]. 1 – Молодое рыльце с межклетниками в железистой зоне, наполненной экссудатом х 85, 2 - Папилла – сосочек на поверхности рыльца выходит из железистой ткани х 3400 (Электронная микроскопия), 3 – зрелая опыленная поверхность рыльца с экссудатом х белковые вещества секрета рыльца пестика, по-видимому, отличаются от внутриклеточных белков. Во всяком случае, сравнение [Reger, 1989] обоих этих белков у Pennisetum проведенные методом электрофокусирования при электрофорезе в americanum, полиакриламидном геле показало их существенные различия. Одна из фракций белка пелликулы (белковая пленка на поверхности рыльца) является гликопротеидом с молекулярной массой 180-200 кДа. Этот белок - основной компонент секрета играет какую-то роль в раннем узнавании пыльцы, когда она контактирует с белковой пелликулой. В обзоре Думаса с соавторами [Dumas et ai., 1988] развиваются представления о том, что железистые клетки рыльца пестика имеют специализированные рецепторы, способные узнавать пыльцу, соответствующую его генотипу. Во время внутривидового скрещивания рыльце пестика покрытосеменных растений различает пыльцу другого вида и отторгает ее, поддерживая видовую стабильность. Напротив, при межвидовом скрещивании собственная пыльца отторгается и принуждает растение к неродственному скрещиванию, характеризует феномен самонесовместимости пыльцы. Рецепторными белками являются s- гликопротеины, найденные на поверхности рыльца, но не в столбике или вегетативной ткани [Nasrullah et al., 1985]. Их молекулярное взаимодействие с идентичными или комплементарными s-белковыми молекулами, находящимися в пыльцевых зернах, по-видимому, лежит в основе узнавания пыльцы.

Экссудат рыльца пестика обладает чрезвычайно высокой биологической активностью. В нем обнаруживается эстеразная, в том числе и холинэстеразная активности [Bednarska, Tretyn, 1989]. Белок со свойствами эстеразы - гликопротеид с молекулярной массой 180000 - 200000 Да был найден в составе секрета пестика Pennisetum americanum [Reger, 1989]. В выделениях пестика найдены также АТФазы, нуклеазы, главные компоненты мессенджерной системы циклического АМФ. У ряда растений, например, у кукурузы обнаружено выделение нуклеазы в первые минуты контакта с пыльцой в жидкой среде, и это вызывает полную деградацию экзогенной ДНК. Нуклеазы могут диффундировать не только из пестика, но и из пыльцы. У кукурузы это происходит одновременно и из рыльца пестика и из пыльцы [Dumas et al., 1989].

Железистые ткани пестика в иных случаях выделяют секрет более сложного состава.

В экссудатах рыльца Citrus limon, кроме белков, обнаружены липиды, полисахариды, гликопротеиды, аминокислоты, фенолы, алкалоиды [Tiezzi et al., 1983]. Этому же вопросу посвящены исследования Кандасами [Kandasamy, 1986]. Анализ состава экссудата на разных стадиях развития Cyamopsis tetragonoloba показал, что по мере созревания рыльца количество общих растворимых белков возрастало, увеличивалось также содержание общих и растворимых cахаров. В экссудате обнаружены липиды, свободные жирные кислоты, аминокислоты, фенолы. Среди фенольных соединений преобладала р-кумаровая кислота.

По мере созревания рыльца состав секрета изменяется [Heslop-Harrison J., HeslopЗрелое рыльце покрыто секретом, Harrison Y., 1985]. Oenothera organensis представляющим собой эмульсию, непрерывная фаза которой — липиды (68— 75%), а дисперсная фаза — вода с полисахаридами, главным образом пектиновыми веществами, глюкозой, небольшим количеством сахарозы. Созревающее рыльце сначала имеет кратковременную фазу секреции белков, затем происходит секреция липидов. В последнюю очередь выделяются полисахариды, и рыльце становится восприимчивым к пыльце. В секреторных клетках измерена средняя скорость выделения секрета. Одна клетка поверхности рыльца за 1 час выделяет столько секрета, что он покрывает площадь 109 мкм2 [Heslop-Harrison J., Heslop-Harrison Y., 1985].

Секреция белка осуществляется и пыльцевыми зернами. Гидратация пыльцы, наступающая вслед за её контактом с сосочками рыльца, сопровождается выделением различных белков в течение первого часа. Пик выделения белков у табака крылатого Nicotiana alata наблюдается через 15-20 мин [Шпилевая, Ильченко, 1984]. Секреция белков продолжается и во время роста пыльцевых трубок, для которых этот процесс имеет значение для взаимоотношений с тканями пестика. Благодаря секреции белков вокруг пыльцевой трубки создается специфическая микросреда, способствующая ее росту.

Выделение химических веществ пыльцой является важнейшим аспектом процесса оплодотворения. Например, фермент холинэстераза выделяется пыльцой гиппеструма при прорастании и участвует в механизме узнавания пыльцы пестиком [Roshchina, Melnikova, 1998; Рощина, 1999]. При попадании секреторных молекул из пыльцы на рыльце пестика появляется отрицательный потенциал действия. На рыльце пестика, например, Lilium martagon такой сигнал (-30 мВ) появляется очень быстро в течение 3-17 минут, после чего цветок быстро закрывается, что является показателем окончания оплодотворения [Sinyukhin, Britikov, 1967].

Секрецию белка чаще всего в виде гликопротеидов могут осуществлять и железки обычных листьев. Это явление довольно широко распространено у растений, например, у железок тополя Populus suaveolens, Populus deltoides, ивы Salix sp. и скополии Scopolia stramonifolia [Васильев, 1977]. Для железистых клеток этих растений характерна высокоспециализированная структура. Они не содержат крупных вакуолей, вследствие чего цитоплазма выглядит плотной, в ней сильно развит гранулярный ретикулюм и аппарат Гольджи. Железки исследованных растений приобретали структуру клеток, секретирующих белок лишь на определенном этапе развития листа, до этого они выглядели как терпеногенные клетки. Считают [Васильев, 1977], что в онтогенезе листа происходит смена функций железок от секреции терпеноидов к секреции белка. Таким образом, значение секреции белков многообразно — от пищеварительной функции насекомоядных растений и гидролиза веществ запаса семени, при котором эти вещества переходят в удобную для питания зародыша форму, - до участия в узнавании и ориентации пыльцы на рыльце пестика.

В последние годы особое внимание уделяется выделению белков, так называемых филлопланинов (phylloplanins от английского слова phylloplane = листовая поверхность).

Такие белки находят на поверхности листьев рядом с трихомами или прямо на трихомах растений рода Nicotiana [Shepherd et al., 2005]. Полагают, что филлопланины участвуют во взаимодействии растение-насекомое и служат для защиты от поедания листьев.

Выделение белков в слизи свойственно и поверхности корней [Скворцов, 1994].

Лектин и разнообразные ферменты (пероксидазы, эстеразы), выделяемые экссудатами корней, могут индуцировать развитие клубеньковых бактерий в ризосфере [Jones and Robinson, 1989].

Следует отметить, что способность секретировать белки чрезвычайно развита у растений. При определенных условиях белки секретирует любая клетка. Так опыты с тканевыми культурами показывают, что высокоактивную пероксидазу выделяют клетки вигны Vigna sp. [Moreno et al., 1990] и арахиса Arachis hypogaea [Huystee, Turcon, 1973], а клетки каллюса табака Nicotiana tabacum - супероксиддисмутазу [Nicolova et al., 1990].

В качестве защитной реакции против патогенов в нектаре растений при инфицировании появляются так называемые относящиеся к патогенезу белки (pathogenesis-related) (см. Главу 6). Например, показано, что при заражении различными типами микроорганизмов в экстрафлоральном нектаре у пяти видов рода акация Acacia присутствуют глюканаза и хитиназа [Gonzlez-Teuber et al., 2010], а в флоральном нектаре восточного табака Nicotiana langsdorffii Nicotiana sanderae особые белки - нектарины [Carter et al., 1999].

3.6. ВЫДЕЛЕНИЕ ЭФИРНЫХ МАСЕЛ К внешним секреторным структурам, осуществляющим синтез и выделение эфирных масел, относятся железистый эпидермис и железистые волоски разной степени сложности.

Кроме того, синтез компонентов эфирных масел может происходить, очевидно, и в клетках, не входящих в состав специализированных структур.

Железистые волоски располагаются только на надземной части растения. Железистая поверхность, выделяющая терпены, характерна для некоторых соцветий [Skubatz et al., 1995] и рыльца пестика многих цветков [Dumas, 1988]. На листьях они часто покрывают и абаксиальную, и адоксиальную стороны. На Рис. 50 показан один из таких железистых Рис. 50. Лазерная сканирующая конфокальная микроскопия содержащих масла секреторных волосков листа золотарника обыкновенного Solidago virgaurea L. (адаптировано из работ [Roshchina., 2008; Roshchina et al., 2011]. Возбуждение флуоресценции лазером 466 нм.

Оптические срезы флуоресцирующего волоска с каплей выделяющегося масла проводили через каждый 1 мм.

волосков на листе золотарника в момент секреции капли эфирного масла, флуоресцирующей при возбуждении лазером конфокального микроскопа.

помощью сканирующей электронной микроскопии получены снимки, C позволяющие представить и внешний вид эфиромасличных структур. На рис.51 видны два типа волосков у Diplopeltis petiolaris и Newcastelia viscida, железки которых секретируют одни и те же терпеноидные соединения. Железки Diplopeltis (см. Рис.51 а) имеют головки округлой формы, сидящей на ножке. Трихомы Newcastelia (см. Рис.51 б) характеризуются раскидистыми разветвлениями верхушками (слева) или верхушками шаровидной формы и связаны с эпидермисом короткой ножкой (справа).

В структурном отношении эфиромасляные железки довольно разнообразны. У мяты перечной Menta piperita железистый волосок состоит из многоклеточной ножки и одноклеточной головки. У шалфея Salvia glutinosa ножка представлена одной клеткой, а головка многоклеточная [Fahn, 1979]. Железистые трихомы у рода Artemisia образованы 10 клетками, из которых 2 апикальные не содержат хлорофилла, остальные 8 - с хлоропластами: 2 пары субапикальные, 2 клетки ножки и 2 клетки базальные [Ascensao, Pais, 1985]. Выделение эфирных масел у растений семейства губоцветных происходит из резервуара, образуемого вздутием общей кутикулы восьми клеток железистого волоска, тогда как у конопли для этого имеется выделительная клетка [Fahn, 1979].

–  –  –

Количество эфиромасляных железок, находящихся на листе, является наследственно обусловленным признаком. Возникнув при дифференциации трихом листа количество желез затем не меняется. Однако на дифференцировку трихом влияет ряд условий и среди них баланс гормонов. В этом отношении интересны опыты [Bhaumic, Datta, 1989], проведенные на побегах Mentha arvensis, обработанных ланолиновой пастой с гормонами.

Было обнаружено, что индолилуксусная кислота и кинетин не влияли на число желез во (1x10-6M 6x10-6M).

всем диапазоне исследованных концентраций Напротив, нафтилуксусная кислота (1x10-6M), гибберелловая кислота (2x10-6M) и 2,4-Д (2,4 дихлорфеноксиуксусная кислота 4x10-6M) значительно увеличивали их количество. Кроме того в опытах c Coleonema album [Berger et al., 1990] показано, что обработка растений регуляторами роста (2,4-Д и р-хлор-феноксиуксусная кислота, нафтилуксусная кислота в малых концентрациях и в высоких концентрациях кинетин) увеличивает образование эфирного масла [Berger et al., 1990].

Количество эфирных масел в растениях изменяется в течение суток. Например, у цветков лаванды Lavandula spp. эфирные масла накапливаются во второй половине дня, а у роз – наоборот, в ранние (4-6 часов) утренние часы [Fahn, 1979]. Температура также оказывает влияние. При высокой температуре усиливается выделение летучих масел.

Специальными железками, в которых у ряда растений вырабатываются эфирные масла, ответственные за аромат цветков, являются осмофоры, в которые могут превращаться различные части цветка, приобретая форму крыльев, ресничек или ворсинок [Эсау, 1969]. Осмофоры растений влажных горных лесов, таких как у рода Scaphosepalum (сем. Orchidaceae), представляют собой железистые подушечки, расположенные на адаксиальных поверхностях верхушек чашелистиков [Pridgeon, Stern, 1985]. В цветках Restrepia функцию осмофоров выполняет слой эпидермальных клеток с небольшими выростами — папиллами [Pridgeon, Stern, 1985]. Такие же участки секреторной ткани встречаются в осмофорах Stanhopea [Stern et al., 1987] (Рис.52). Осмофоры выделяют вещества, обладающие запахом, привлекающим опылителей.

Структура всех железистых клеток в период секреции имеет черты сходства. Все они богаты цитоплазмой с сильно развитым агранулярным эндоплазматическим ретикулюмом, который часто становится доминирующей клеточной органеллой. Хорошо развит пластидный аппарат, состоящий из многочисленных лейкопластов. Пластиды тесно связаны с элементами ретикулюма путем образования агранулярным ретикулюмом своеобразных футляров вокруг лейкопластов [Васильев, 1977; Fahn, 1979; Bernard-Dagan et al., 1982]. Кроме того, в клетках семян содержатся масляные тельца [Huang,1992].

Эфирные масла широко распространены у растений и играют важную роль в жизни растений и биоценозе [Gershenzon and Dudareva, 2002]. Они обнаружены у 2000 видов растений, относящихся к 60 семействам [Franz and Novak, 2009; Handbook of Essential Oils, 2009], но чаще всего встречаются у представителей семейств Labiatae, Umbelliferae, Compositae, Rosaceae, Rutaceae, Myrtaceae, Cruciferae. Состав эфирных масел у этих растений изменяется в онтогенезе и в зависимости от вида растения.

Продуцируемый железистыми клетками секрет - эфирное масло - представляет собой смесь веществ. Всего из эфирных масел выделено около 1000 органических соединений.

Среди них насыщенные, и ненасыщенные, ароматические терпеновые, сесквитерпеновые моно- и бициклические углеводороды и их кислородные производные — спирты, альдегиды, кетоны, простые и сложные эфиры, кислоты, лактоны, а также гетероциклические соединения [Боннер, 1968]. Состав эфирных масел различается, например, у железистых трихом мяты перечной Mentha piperita [Maffei et al.,1989].

Пельтатные волоски адаксиального эпидермиса листа содержат больше ментола и ментона, а также их производных (до 60 % масла), чем такие же трихомы абаксиального эпидермиса. Кроме ментоловых терпенов, там же находят и другие монотерпены и сесквитерпены. В некоторых эфирных маслах присутствуют фенолы. Например, масла из почек Populus nigra содержат ряд метилированных флавоноидных агликонов (см. раздел Рис.52. Осмофоры цветков Stanhopea, вид под сканирующим электронным микроскопом [Stern et al., 1987]. а – цветок Stanhopea oculata (звездочкой помечен осмофор; б – поверхность осмофора с секреторной тканью (показано стрелками); в и г – папиллы на участке секреторной части осмофора (сканирующая электронная микроскопия).

3.7). Железистые структуры полыни Artemisia campestris содержат в своем составе, кроме сесквитерпенов, полиацетилены [Ascensao, Pais, 1987]. Встречаются вместе с терпенами и алкалоиды, как в пельтатных (щитовидных) волосках завязи у тропического растения Zeyheria montana (Bignoniaceae) [Machado et al., 2006], а также некоторые другие соединения. Например, у Leonotis leonurus железистые волоски включают наркотические вещества [Ascensao et al., 1995]. Однако наиболее характерным компонентом эфирных масел являются терпены, главным образом, монотерпены (С10) и сесквитерпены (C15).

Монотерпены представляют собой летучие эфирные масла. К ним относятся, например, гераниол, лимонен, ментол, камфора, -пинен — важнейшие душистые вещества растительного происхождения (Рис.53). Именно им цветки многих растений обязаны своим ароматом. Аромат может быть связан с присутствием в железках цветков одного химически чистого вещества, но большей частью определяется их сложной смесью.

Тончайший аромат липы обусловлен присутствием в эфирном масле алифатического сесквитерпенового спирта - фарнезола [Денисова, 1989]. Запах розы вызывается первичными терпеноидными спиртами, включая гераниол, нерол, цитронеллол, а запах ландыша Convallaria L. (сем. Liliaceae) обусловлен третичным спиртом линалоолом [Харборн, 1985]. Источником аромата являются обычно железистый эпидермис лепестков, но испускают пахучие соединения тычинки и нектарники, а также многочисленные железки. Нормально развитый трихом продуцирует довольно много секрета. Так в головке железы Mentha piperita содержится до 0,07-0,1 мкг эфирного масла.

В составе летучих масел присутствуют и оксигенированные производные монотерпенов, изучению которых придается большое значение. В работе американских ученых [Karp et al., 1987] подробно изучалось превращение (+)-сабинена, главного олефинового компонента летучих масел листьев шалфея Salvia officinalis, полыни Artemisia absinthium, пижмы Tanacetum vulgare, в оксигенированные продукты, кетоны (—)-3-изотуйон и (+)-3туйон. Показано, что эти процессы окисления (+)-сабинена в (+)-цис-сабинол и т.д.

катализирует микросомальная фракция эпидермальных клеток листьев шалфея. Этот процесс зависит от присутствия НАДФН и O2 в среде. Авторы приводят доказательства того, что эпидермальные масляные железы шалфея, полыни, пижмы содержат в микросомальной фракции цитохром Р450-зависимую гидроксилазу — оксигеназу, высокоспецифичную к (+)-сабинену, превращающую олефины в оксигенированные продукты. Сесквитерпены играют меньшую роль в формировании запаха, но это самая обширная группа среди известных терпенов. К их числу относятся и довольно редкие соединения: моноциклический гермакрен, бициклический кариофиллен и др. выделенные из василька Centaurea solstitialis [Buttery et al., 1986]. Сесквитерпеновые фураны характерны для представителей семейства Lauraceae [Hayashi and Komae, 1980].

Биологически активными являются сесквитерпеновые лактоны, особенно у растений из рода Tagetes [Rodriguez et al., 1976; Rodriguez, Malbry, 1977].

К терпеноидам относятся также растительные гормоны — абсцизовая кислота (С15Н20О4), гибберелловая кислота (С19H20O6) и стероиды. К этой же группе веществ относится зингиберен (цингиберен), выделенный [Lundgren et al., 1985] из имбиря Zingiber officinale (Рис.53). Он также присутствует в эксудатах железистых волосков томатов Lycopersicon sp [Lin et al., 1987] и определяет устойчивость растения от повреждения

Рис.53. Терпены – компоненты эфирных масел в составе секрета железистых волосков

колорадским жуком [Carter et al, 1989 b]. Концентрация цингиберена в молодом листе Lycopersicon hirsutum на площади 2 см2 составляет 160-250 мкг [Carter et al., 1989a].

Полагают, что с присутствием цингиберена в желизистых волосках связана устойчивость растений к колорадскому жуку. В железистых волосках томатов идет b активный синтез метилкетонов Из кислородных производных алифатических [Fridman, 2005].

сесквитерпенов распространен неролидол, который содержится в эфирном масле цветков апельсина Citrus sinensis [Кретович, 1971]. В составе эфирного масла иногда преобладает какой-либо один компонент терпеноидной природы. В этой связи представляет интерес эфирное масло железистых волосков Calamintha mentifolia Host. (сем. Lamiaceae). В нем преобладали пиперитон, составляющий 67%, другой терпен сабинен - 7% и остальные компоненты - 25% [Hanlidou et al., 1991]. Однако состав эфирного масла часто весьма

–  –  –

сложен и может включать в себя одновременно несколько десятков различных терпенов.

Так железистые волоски ладанника Cistus ladaniferus синтезируют смесь - ладан, состоящую из 70 различных терпенов [Konigs, Gulz, 1974]. В целом одно или несколько соединений занимают в эфирных маслах доминирующее положение, как показано в таблице Более того, одни и те же соединения встречаются в разных 8.

сочетаниях.Фундаментальная информация по этому вопросу дана в монографии Танасиенко [1985].

–  –  –

В таблице 9 в качестве примеров представлены основные компоненты, входящие в состав эфирного масла, извлеченного из цветков и пыльцы 5 видов растений. Состав масла вербены и алоизии отличается необычными Lippia alba Aloysia chamaedrifolia преобладающими компонентами. Эфирное масло пыльцы винограда Vitis L. особенно богато разнообразием составляющих компонентов, среди которых наряду с терпенами много спиртов, эфиров, альдегидов. Окисленные соединения, такие как гидропероксиэудесманолиды обнаружены у Artemisia umbelliformis [Cappelletti et al., 1986].

В экскретах железистых волосков обнаруживаются иногда малораспространенные соединения, которые, тем не менее, являются основными компонентами. Так в эксудате железистых волосков табака находятся эфиры сахаров и Nicotiana tabacum дуватриендиоловые дитерпены (см. Рис.53) [Severson et al., 1985; Kandra, Wagner, 1988]. В эфирном масле копытня Аsarum, темьяна Thymus, мяты Mentha и аира болотного Acorus calamus обнаружен азарон (4-пропенил-1,2,5-триметоксибензол [Ozarowski, 1956; Lander and Schreiner, 1990]. Б.П. Токин (1980а) показал, что это соединение убивает парамеции.

В составе эфирных масел обнаружены также небензойные ароматические соединения (рис.54), содержащие конденсированную систему из 5 и 7-членного циклов - азулены Рис.54. Азулены в железистых волосках растений [Хельбронер, 1963]. Хамазулен (1,4-диметил-7-этилазулен) выделен из ромашки Matricaria chamomilla L. [Reichling et al., 1979; 1983;1984] and Chamomilla reticuta (L.) Rauschert [Reichling et al., 1991]. Он найден также в эфирных маслах Artemisia princeps var. orientalis [Yun et al., 1994]. Прохамазулен обнаружен в соцветиях и железистых волосках тысячелистника Achillea millefolium [Stahl, Wollensah, 1985], а хамазулен найден среди летучей фракции эфирных масел Artemisia princeps var. orientalis [Yun et al.1994]. С помощью цитологических микрометодов показано, что прохамазулен находится именно в железистых волосках Achillea millefolium [Stahl, 1952;1953;1957] и их клетки в суспензионной культуре имеют те же системы синтеза терпенов [Figueiredo and Pais, 1994].Большинство азуленов окрашены в синий или сине-фиолетовый цвет (основные максимумы в спектрах поглощения 580, 640, 700 нм). Азулены найдены в пыльце ряда растений и вегетативных микроспорах хвоща полевого Equisetum arvense [Рощина и др., 1995; Roshchina, 2008], а также хлоропластах весенних листьев клевера Trifolium repens и хвои голубой ели Picea pungens [Roshchina, 1999; 2008]. Присутствием азуленов может объясняться и цвет голубой хвои (ранее такая окраска приписывалась пустотам эпидермальной ткани на фоне хлорофилла [Reicosky, Hanover, 1978]). Многие азулены обладают бактериостатической активностью [Хельброннер, 1963; Коновалов, 1995], а также способны регулировать прорастание пыльцы и вегетативных микроспор [Рощина и др., 1998 б; Roshchina, 2004; 2007a]. По некоторым данным[Rekka et al., 1996; 2002], механизм действия азуленов связан с участием в свободнорадикальных реакциях перекисного окисления липидов.

Зависимость химического состава эфирного масла от вида растений хорошо прослеживается (Табл.10) в опытах Дембицкого с сотрудниками [Дембицкий и другие, I982] на растениях рода Dracocephalum (змееголовника). У всех представителей рода на верхней поверхности листа располагаются в основном головчатые железы, а на нижней сторона листа-пельтатные и головчатые. Виды, относящиеся к этому роду, могут иметь Таблица 10. Состав секрета у разных видов змееголовника Dracocephalum.

Вид Главные компоненты секрета Сecквитерпеновые углеводороды (главным образом гермакрен Д и соединения, Dracocephalum близкие к гратиссимену) grandiflorum D. natans -“D. scrobiculatum -“Моноциклические терпены (1,8-цинеол, n-цимол) и бициклические соединения D. nodulosum ряда пинана (Е-пинокафон. изопинокамфон) Ациклические кислородсодержащие соединения гераниол, D. foetidum (гераниаль, геранилацетат), продукты окисления лимонена с образованием специфического альдегида n-мента-1,8-диеналя-10 или ацетата n-мента-1,8-диенола-10 D. moldavica -“D. heterophyllum -“сходный состав секрета, как у D. grandiflorum, D. natans и D. scrobiculatum, cecквитерпеновые углеводороды, которые представлены главным образом гермакреном Д и соединениями, близкими к гратиссимену или существенно отличаться, как у D.

nodulosum, у которого эфирное масло состоит, главным образом, из моноциклических терпенов: 1,8-цинеола, n-цимола и бициклических соединений ряда пинена (Епинокамфон, изопинокамфон). Виды D. foetidum, D. moldavica, D. heterophyllum имеют сходный состав секрета, характеризующийся наличием ациклических кислородсодержащих соединений (гераниаль, гераниол, геранилацетат) и продуктов окисления лимонена с образованием специфического моноциклического альдегида nмента-1,8-диеналя-10 или ацетата n-мента-1,8-диенола-10, чем отличаются от всех других исследованных видов. Таким образом, разные виды одного и того же рода могут иметь сходный состав компонентов эфирного масла, но могут иметь и существенные отличия в наборе веществ этого секрета.

Таксономические особенности растений часто определяют состав и количество каких-либо компонентов эфирного масла [Fahn, 1979]. В розовом масле у дамасской розы Rosa damascena Mill. (cем. Rosaceae) 50-60% составляет гераниол, 25-30 % цитронеллол и до 10 % нерол, тогда как у лаванды Lavandula spica L. (сем. Lamiaceae) основные компоненты - сложные эфиры линалоола и уксусной, масляной, валериановой и капроновой кислот. Лимонное масло лимона Citrus limon Burm. (сем.Rutaceae) включает до 95% лимонена, у семейства Lamiaceae масло мяты Mentha piperita L. обогащено ментолом до 70 %, а масло шалфея Salvia officinalis L. – до 15 % цинеолом.

Представление о количестве эфирного масла могут дать следующие цифры. В цветках розы Rosa species эфирного масла содержится по весу 0,075%, в лепестках акации Асасiа farnesiana - 0,084, у жасмина Jasminum grandiflorum - 0,4-0,05% [Fahn, 1979].

Количество разных терпенов исчисляется десятками разных видов в одном и том же секреторном волоске, и число индивидуальных веществ достигает 150-270. Концентрация терпенов в трихомах варьирует от 0 до 20% сухой массы растения [Kelsey et al., 1984].

Динамика содержания эфирного масла в растениях варьирует: часто максимум его накопления приходится на цветение, иногда на период бутонизации или еще раньше – до появления бутонов. При этом изменяется не только количество масла, но и его качественный состав. Содержание эфирного масла зависит также от почвы, климатических условий и времени года, влажности и возраста растений.

В большинстве случаев все части растения содержат масла одного состава.

Установлено также, что одни и те же органы, например листья, в зависимости от положения на растении содержат эфирные масла, отличающиеся по составу и соотношению компонентов [Zafra-Polo et al., 1988 a,b]. Но, бывают случаи, когда различные органы растения имеют железистые волоски с эфирными маслами, резко отличающимися по составу. По данным Вагнера [Wagner, 1991], железистые волоски с эфирными маслами у шалфея Salvia dominica на стадии цветения содержат, главным образом, линалоол (15,3 % в листьях, 24,6 % – в чашечке цветка и 16, 6 % – в венчике). У другого вида того же рода S.sclarea преобладают сесквитерпены (до 70,2 % - в листьях), тогда как в чашечке цветка – линалоол (32 %) или линалилацетат (44%). Содержание эфирного масла зависит и от возраста растений, климатических условий и времени года.

Отдельный вопрос для изучения секреторной функции растений – генетические особенности видов, в частности плоидность клеток. А.М.Бугара и Л.В.Русин [1988] обнаружили, что роды мята Mentha L., шалфей Salvia L., лаванда Lavandula L., герань Geranium L. имеют клетки секреторного типа с разным уровнем плоидности (число наборов хромосом в клетке – 1с одиночный, 2 с двойной и т.д.). У мяты и лаванды отмечена плоидность 2 с и 4 с, у шалфея -- 2 с, 4 и 8 с, у герани 4 с и 8 с. Увеличение содержания ДНК в секреторных клетках является результатом эндорепродукции, происходящей на заключительных этапах дифференциации клеток после серии последовательных митозов. В клетках секреторного типа с уровнем плоидности 4 с и 8 с интенсивность транскрипции и синтеза белка, а также секреторная активность выше, по сравнению с клетками, содержащими 2с ДНК.

Попытки выяснить пути синтеза терпенов в секреторных клетках были предприняты в ряде исследований. На основании данных, полученных на изолированных трихомах, которые были способны синтезировать монотерпены из самых ранних предшественников [Dell, McComb, 1978b] была составлена схема путей биосинтеза терпенов (Рис.55).

Терпеноиды образуются из мевалоновой кислоты, синтезированной из притекающих в лейкопласты В дальнейшем из мевалоновой кислоты образуются cахаров.

фосфорилированные промежуточные соединения: сначала изопентилпирофосфат (активный изопрен), из которого происходят все изопреноидные соединения. Путем конденсации молекул изопентилпирофосфата образуются соединения, содержащие от двух до нескольких тысяч изопреновых единиц. В биосинтезе секреторных терпеноидов используется АТР как источник энергии и донор фосфатов. Биосинтез C5-C20 терпеноидных соединений рассматривается в обзорных публикациях [Боннер, 1968; Cori, 1983; Beale,1991; Пасешниченко, 1987; 2001; Miziorko, 2011]. 1-Деокси- D-ксилозо-5фосфатный путь биосинтеза изопреноидов описан Лихтенталером [Lichtenthaler, 1999].

Подробные представления о ферментах мевалонатного пути синтеза изопреноидов и Рис.55. Пути образования терпенов из мевалоновой кислоты. Составлено по схемам из работ [Dell, МcComb, 1978; Хелд, 2011] отклонениях от основных путей биосинтеза представлены в обзоре Миозирко [Miziorko, 2011].

Большинство исследователей считают, что все этапы биосинтеза терпенов протекают в самих секреторных клетках [Васильев, 1977; Croateau, Johnson, 1983]. Об этом свидетельствуют ряд экспериментов. Кандра и Вагнер [Kandra, Warner, 1988] для определения мест синтеза основных компонентов эксудата железистых волосков Nicotiana tabacum использовали изолированные головчатые волоски и полоски эпидермиса без железистых волосков (Табл.11). Через 20 ч экспозиции в водных растворах радиоактивно меченых сахарозы, глюкозы, ацетата и СО2, определяли включение метки в два главных компонента эксудата – дуватриендиол дитерпены и в эфиры сахарозы. Метка включалась (табл.11) в оба компонента, находящихся и в изолированных головках желез, Таблица 11. Места биосинтеза компонентов эксудата на свету в ткани средней жилки Nicotiana tabacum [Kandra, Wagner, 1988].

–  –  –

так и в железистые головки на эпидермисе. Это доказывает, что местом синтеза основных компонентов железистых волосков являются сами железистые волоски, а источником углерода им служат СО2 и моносахариды. Экстракция содержимого железистого волоска выявила, что в основном все циклазы и гидроксилазы находятся в железистых структурах, и 30% карвеоловой дегидрогеназы также локализуется в железистом волоске. Поэтому полагают, что биосинтез карвонов происходит исключительно в железистых волосках, в которых этот природный продукт и накапливается. Считают, что синтез монотерпенов регулируется фитохромом [Tanaka et al., 1989].

Железистые волоски шалфея Salvia officinalis и пижмы Tanacetum vulgare cодержат ферменты синтеза терпенов (+) и (-) борнилпирофосфат циклазу, 1,8 - цинеол циклазу, гумилен циклазу, (+) сабинен гидроксилазу и кариофиллен циклазу [Gеrshenzon et al., 1987]. Главным монотерпеном, накапливающимся в железистых волосках мяты Mentha spicata, является кетон (-) карвон (рис.53), который образуется циклизацией C10 изопреноидного интермедиата геранилпирофосфата до олефин лимонена, (-) гидроксилированием до (-) трис-карвеола и последующим дегидрированием, а затем собирается в железистом волоске [Gershenzon et al., 1989; Gersbach. and Dudareva, 2002].

Внутриклеточная компартментация синтеза терпенов может осуществляться в разных участках клетки. Предполагается [Васильев,!977], что этот биосинтез осуществляется на мембранах агранулярного ретикулюма, который обеспечивает необходимую поверхность для размещения ферментов биосинтеза. При этом допускается участие гиалоплазмы и матрикса органелл. Получены также данные о синтезе терпенов в специализированных пластидах, где обнаружен фермент фитоенсинтетаза [Camara, 1984]. Такими пластидами являются большие лейкопласты амебоидной структуры, которые имеют только несколько внутренних мембран и их строма лишена рибосом [Bernard-Dagan et al., 1982].

Лейкопласты широко распространены в железистых клетках. В интактном виде их выделили Бернар-Даган и др. [Bernard-Dagan et al., 1982] из кожуры Citrofortunella mitis и показали, что везикулы лейкопластов синтезируют монотерпены из изопентилпирофосфата. Поскольку мембрана лейкопласта связана с эндоплазматическим ретикулюмом, терпеноиды могут проходить из мест их синтеза — наружной пластидной оболочки — к месту их аккумуляции — экстраплазматическому пространству, расположенному между целлюлозной оболочкой и кутикулой. Образование монотерпенов происходило в лейкопластах, связанных с эндоплазматической сетью и в культуре клеток винограда сорта Мускат [Dell, McComb, 1978b]. В них синтезировались монотерпены (С10) линалоол, гераниол, цитраль, цитронеллол, концентрации которых изменялись в процессе развития пластид.

В обзоре Грея [Gray, 1987], посвященного синтезу изопреноидов, приводятся данные о том, что ацетил-КоА образуется в пластидах, митохондриях и цитозоле. Мевалонат же синтезируется в хлоропластах, микросомах, возможно и в митохондриях, а изопентилдифосфат - в хлоропластах, микросомах и митохондриях.

Локализация фермента гидроксилглутарил СоА-синтетазы, важного в метаболическом пути синтеза терпенов, показана на осмофорах тропического растения Он найден в гладком Stanhopea anfracta (сем. Orchidaceae) [Curry, 1987].

эндоплазматическом ретикулюме между внутренней и наружной мембранами митохондрии и в мембранах пластид. Позднее у другого объекта Gongora truncata, обнаружили метилглутарил-КоА-синтетазу в гладком эндоплазматическом ретикулюме, между внутренней и внешней мембранами амилопластов и между внутренней и внешней мембранами митохондрий [Curry et al., 1989].

Особую роль играют окруженные мембраной масляные тельца, которые обладают многими ферментами биосинтеза изопреноидов и могут также участвовать в биосинтезе терпенов [Suire et al., 2000].

Для синтеза терпеноидов большое значение имеет степень дифференциации клеток.

На культуре клеток ткани Pelargonium fragrans показано [Brown et al., 1987], что недифференцированные ткани этой культуры продуцируют всего 3% терпеноидов в виде эфирных масел по сравнению со сформированными листьями растения. Культура тканей рода Citrus также не образует летучих масел, состоящих из монотерпенов, которые выделяют целые растения [Charlwood et al., 1986].

Зависимость синтеза компонентов эфирного масла от анатомической дифференциации показано [Cotton et al., 1991a] на культуре клеток Artemisia dracunculus.

На стадии недифференцированной культуры в первое время основным компонентом является фенилпропен (аллиланизол) затем появляется метилэвгенол, анетол, эвгенол, хавикол. В таких культурах часто аллиланизол и метилэвгенол преобладают и их синтез ингибируется в присутствии -нафтилуксусной кислоты и бензиламинопурина [Cotton et al., 1991b]. Компоненты эфирного масла культуры ткани показаны на рис. 56.

Рис.56. Компоненты эфирного масла в культуре ткани Artemisia dracunculus. 1- аллиланизол, 2 – метилэвгенол, 3-анетол, 4 – эвгенол, 5- хавикол.

Этому же вопросу посвящены исследования Бергера с сотрудниками [Berger et al., 1990]. В интактных растениях они обнаружили 41 компонент эфирных масел, которые представляли собой главным образом монотерпены. У фотомиксотрофного каллюса этого растения, выращенного на свету, продукция терпенов начиналась только через 48 часов.

Терпены были представлены 11 видами монотерпенов и 5 сесквитерпенов. Гетеротрофный каллюс (выращен в темноте) был лишен дифференцированных пластид и компонентов эфирного масла. Таким образом, корреляция между светоиндуцированной дифференциацией пластид и синтезом эфирного масла была подтверждена.

В недавнее время начаты исследования генетических механизмов образования компонентов эфирных масел [Lange and Croteau, 1999]. Методами генной инженерии сделаны попытки регулировать их образование и накопление у хозяйственно ценных и лекарственных видов - цитрусовых растений и мяты [Lange and Croteau, 1999; Mahmoud and Croteau, 2001; 2002; Wildung and Croteau, 2005]. Эти исследования предполагают внедрение в обычный клон или сорт того или иного гена, котролирующего синтез ферментов отдельных этапов биосинтеза терпенов, например лимонена [Mahmoud et al., 2004].

Синтезированные компоненты эфирного масла выделяются из секреторных клеток через плазмалемму и оболочку. Проникновение через плазмалемму происходит по экриновому типу путем мономолекулярного транспорта [Васильев, 1977], или как полагают [Fahn, 1979; Pridgeon, Stern, 1983], оно может происходить по гранулокриновому типу. Из периплазматического пространства эфирное масло удаляется при разрыве кутикулы, после чего может образоваться новая кутикула и накапливается новая капля секрета. При благоприятной температуре эфирные масла через клеточную оболочку и кутикулу диффундируют в газообразной форме. Для испарения в воздух летучих низкомолекулярных терпенов, способных проникать сквозь пропитанные водой стенки клеток, ни целюлозные клеточные стенки, ни кутикула не являются препятствием. Об этом свидетельствует не только испускание цветками ароматов, но и воздействие паров эфирных масел некоторых растений на сопутствующие им организмы [Kisser, 1958, Денисова, 1989].

Терпеноиды, секретируемые железистыми волосками, чаще всего рассматриваются как вторичные соединения, которые с чрезвычайной расточительностью (их свыше 5000, см. рис.1) синтезируются растениями, что особенно ярко видно на примере розы морщинистой Rosa rugosa [Hashidoko et al.,1994]. Функция их недостаточно ясна, хотя известно, что некоторые группы терпеноидов обладают важной физиологической активностью. Компоненты эфирных масел, по-видимому, способны к реутилизации и вторичному использованию в метаболизме. Так метка, происходящая из CO2, фиксированная на свету и включенная в состав эфирного масла мяты Mentha piperita, может затем включаться в первичные метаболиты, такие как сахара и аминокислоты [Srivastava Luthra, 1991].

Значение выделения эфирных масел в жизни растений очень велико [Fahn, 1979]. Они выполняют защитную функцию от болезней и вредителей, поскольку обладают бактерицидными свойствами или отпугивают паразитов как репелленты. Ароматы масел привлекают опылителей – насекомых или некоторых птиц. Окутывая растение облаком из эфирных масел и уменьшая тем самым теплопоглощение солнечных лучей, организм предохраняется от перегрева. Компоненты эфирного масла многих растений участвуют в химических взаимодействиях в биоценозе (аллелопатии). Часто популяции эфиромасляных растений образуют одновидовые сообщества из-за подавления роста других видов.

3.7. СЕКРЕЦИЯ СМОЛ Смолы представляют собой смеси веществ, включая терпеноиды, флавоноиды и жирные вещества. От эфирных масел они отличаются составом терпеноидов. Если в эфирных маслах содержатся низкомолекулярные терпеноиды (главным образом монотерпены С10 и сесквитерпены C15), то в смолах присутствуют как летучие, так и нелетучие высокомолекулярные терпеноиды (главным образом, С20) [Croateau, Johnson, 1983]. Смолы образуются в специализированных железистых волосках или на внутренней поверхности смоляных каналов (см. 2.3.1.). Смолистые вещества, содержащие флавоноиды, также выделяются железками почек древесных растений [Wollenweber et al., 1987 a]. Количество железистых волосков на поверхности листа довольно велико. Так у Beyeria на один лист приходится 30 000 волосков, у Eremophila — до 60 000 [Dell, McComb, 1978b].

Структура железистых волосков, продуцирующих смолы, может варьировать.

Железистый волосок Beyeria (Рис 57) состоит из двух клеток — клетки ножки и клетки головки. Клетка ножки содержит многочисленные хлоропласты и относительно мелкие вакуоли. Напротив, клетки многоклеточной ножки Newcastelia viscida (сем.

Dicrastylidaceae) (см. Рис. 57) содержат мало хлоропластов и крупные вакуоли. Структура клеток головок обеих желез сходна и характеризуется многочисленными амебоидными пластидами, продуцирующими терпеноидные компоненты смол [Dell, McComb, 1978b].

Многочисленные желтого цвета смоляные железы облиственных побегов Azadirachta indica (сем. Meliaceae) состоят из короткой ножки, субжелезистой ткани и 1—2-слойной секреторной ткани, похожей на эпителий [Inamdar et al., 1986]. Общее строение Рис.57. Два типа смолосекретирующих гландуллярных волосков [Dell, McComb, 1978a]. 1 — Beyeria; 2 — Newcasteiia; Я — ядро, В — вакуоль, С — смола, АП — амебоидные пластиды, ХЛ— хлоропласты железы обнаруживает сходство с нецветковыми нектарниками. Начало ей дает единственная сосочковидная эпидермальная клетка.

Количество смол, которое могут продуцировать некоторые виды Таблица 12. Количество смол в некоторых западноавстралииских растениях [Dell, McComb, 1978a]

–  –  –

австралийских растений, показано в табл.12. Из приведенных данных видно, что отдельные виды растений значительно отличаются как по продукции смолы на сухой вес листьев, так и по содержанию смол в железистых волосках. Первый показатель наиболее высок у видов Halgania lavendula и Anthocercis viscosa, второй — у Acacia glutinosissima и Cyanostegia angustifolia. В железистых волосках Heyeria определена [Dell, МсСomb, 1978b] скорость секреции смол через стенку головки. Она составляла 6,3х10-5 мкг-мкм-2 день-1, или 2х10-2 пикомоль с-1. В целом содержание смол в листьях может быть довольно высоко:

до 30% сухого веса зрелого листа и половину от незрелого.

Местом синтеза смол являются гландулярные волоски. В них обнаружена мевалоновая кислота, которая является предшественником терпенов. Компартментация синтеза смол также установлена. Показано, что смолы синтезируются в пластидах. На рис.

58 видно, что головка смоловыделяющего волоска цветков малины душистой Rubus odorata не содержит хлоропластов и флуоресцирует в голубой области спектра за счет терпенов и фенолов, которые синтезируются в клетках ножки, где есть фотосинтезирующие пластиды (красная флуоресценция хлорофилла).

Рис. 58. Смоловыделяющие волоски цветков малины душистой Rubus odorata. Слева -.

Внешний вид цветка (А), чашечка (Б) и часть стебля (В) с волосками (показаны стрелками). Справа – схема волоска.

В железистых волосках растений довольно часто как продукт секреции встречаются смеси смолы и масла, они известны как олеосмолы. Например, олеосмола Abies имеет 16— 20% летучих масел и 70—80% смолы [Dell, McComb, 1978a]. За счет капель эфирных масел в нелетучих компонентах смол смолоносные растения характеризуются специфическим ароматом.

Олеосмолу секретируют гландулярные волоски листьев полыни Artemisia campestris (Рис.59) [Ascensao, Pais, 1985; 1987] и многих других растений: Cistus, Рис.59. Сканирующая электронная микрофотография поверхности молодого листа Artemisia campestris (ssp.maritima), покрытого олеосмолой из железистых волосков (показано стрелками).

Адаптировано из работы [Ascensao, Pais, 1987] Primula sinensis, Leonotis leonurus, Pelargonium zonale и т.д. [Ascensao, Pais, 1981;



Pages:     | 1 || 3 | 4 |   ...   | 7 |
Похожие работы:

«Курумканское районное Управление образования МБОУ ДОД "Центр детского творчества" "Утверждено" педагогическим советом МБОУ ДОД "Центр детского творчества" Протокол № от "_"_ 200г. Директор _ /Берельтуев С.О./ Образовательная программа дополнительного образовани...»








 
2017 www.lib.knigi-x.ru - «Бесплатная электронная библиотека - электронные материалы»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.